Ein soziales Trauma greift in die Schaltkreise des lateralen Septums ein, um soziale Belohnung auszuschließen

Nature Band 613, Seiten 696–703 (2023)Diesen Artikel zitieren

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Beim Menschen können traumatische soziale Erfahrungen zu psychiatrischen Störungen beitragen1. Es wird vermutet, dass ein soziales Trauma die Belohnungsfunktion des Gehirns beeinträchtigt, so dass soziales Verhalten nicht mehr lohnend ist, was zu schwerer sozialer Vermeidung führt2,3. Bei Nagetieren wurde das Modell des chronischen sozialen Niederlagenstresses (CSDS) verwendet, um die Neurobiologie zu verstehen, die der Stressanfälligkeit im Vergleich zur Widerstandsfähigkeit nach einem sozialen Trauma zugrunde liegt. Über seine Auswirkungen auf die soziale Belohnung ist jedoch wenig bekannt4,5. Hier zeigen wir, dass eine Untergruppe männlicher und weiblicher Mäuse, die als anfällig (SUS) bezeichnet werden, nach CSDS soziale Interaktionen mit nicht aggressiven, gleichgeschlechtlichen juvenilen C57BL/6J-Mäusen meiden und nach Begegnungen mit ihnen keine kontextabhängige soziale Belohnung entwickeln ihnen. Nicht-soziale Stressfaktoren haben bei beiden Geschlechtern keinen Einfluss auf die soziale Belohnung. Als nächstes identifizierten wir mithilfe der Fos-Kartierung des gesamten Gehirns, der In-vivo-Ca2+-Bildgebung und Ganzzellaufzeichnungen eine Population von auf Stress/Bedrohung reagierenden lateralen Septum-Neurotensin-Neuronen (NTLS), die nur bei SUS-Mäusen durch soziale Interaktionen bei Jugendlichen aktiviert werden, nicht jedoch bei widerstandsfähigen oder nicht gestressten Kontrollmäusen. Optogenetische oder chemogenetische Manipulation von NTLS-Neuronen und ihren nachgeschalteten Verbindungen moduliert soziale Interaktion und soziale Belohnung. Zusammengenommen deuten diese Daten darauf hin, dass zuvor belohnende soziale Ziele bei SUS-Mäusen möglicherweise als soziale Bedrohung wahrgenommen werden, was auf hyperaktive NTLS-Neuronen zurückzuführen ist, die die Verarbeitung sozialer Belohnungen blockieren.

Soziale Vermeidung manifestiert sich bei einer Vielzahl psychiatrischer Erkrankungen. Die Ursachen reichen von Desinteresse an sozialen Kontakten6 bis hin zu negativen emotionalen Zuständen, die durch soziale Begegnungen hervorgerufen werden7. Während die Ursachen für soziale Vermeidung vielfältig sind8, können vergangene soziale Traumata zu schwerwiegender sozialer Vermeidung führen, die vermutlich auf eine verminderte soziale Belohnung zurückzuführen ist2,9. Trotz eines tiefen klinischen Verständnisses sozialer Traumata und ihrer daraus resultierenden Auswirkungen auf das Sozialverhalten wissen wir sehr wenig über die zugrunde liegenden neuronalen Schaltkreise. Präklinische soziale Traumamodelle, wie z. B. chronischer sozialer Niederlagenstress (CSDS), wurden verwendet, um neuronale Schaltkreismechanismen besser zu verstehen, die emotionales Verhalten steuern4,5,10. CSDS reduziert das Erkundungsverhalten und die Präferenz für natürliche Belohnungen wie Saccharose und führt zu schwerer sozialer Vermeidung, die als soziale Anhedonie interpretiert wird5,10. Allerdings untersuchten frühere CSDS-Studien die soziale Interaktion mit einer erwachsenen CD-1-Maus, ähnlich denen, die als Aggressoren zur Auslösung des sozialen Traumas eingesetzt wurden. Soziale Vermeidung unter diesen Umständen spiegelt wahrscheinlich eher Angst oder unterwürfiges Verhalten als eine beeinträchtigte soziale Belohnung wider.

Um besser zu verstehen, ob Defizite bei der sozialen Belohnung durch CSDS hervorgerufen werden, haben wir das soziale Verhalten bewertet, indem wir die soziale Interaktion und die sozial bedingte Ortspräferenz (sCPP) mit einer nicht bedrohlichen, gleichgeschlechtlichen juvenilen C57BL/6J-Maus getestet haben, die unter Kontrollbedingungen belohnend ist . CSDS – nicht jedoch nicht-soziale chronische Stressfaktoren wie chronisch variabler Stress (CVS) – blockiert die soziale Belohnung bei einer Untergruppe von Mäusen, die als anfällig (SUS) bezeichnet werden. Als nächstes verwendeten wir einen schaltkreisbasierten Ansatz, um die Mechanismen besser zu verstehen, durch die frühere traumatische soziale Erfahrungen mit einem erwachsenen männlichen Angreifer die nachfolgende Verarbeitung sozialer Belohnungen beeinflussen. Nach CSDS zeigen SUS-Mäuse eine erhöhte Aktivität im neuronalen Schaltkreis des lateralen Septumneurotensins (NTLS), was soziale Belohnung blockiert und ein anhaltendes soziales Vermeidungsverhalten fördert, selbst wenn sie mit einer nicht bedrohlichen sozialen Situation konfrontiert werden.

Um zu untersuchen, wie sich CSDS auf die soziale Interaktion und soziale Belohnung auswirkt, wurden 7–8 Wochen alte männliche und weibliche Wildtyp-Mäuse (WT) einem Standard-CSDS unterzogen, gefolgt von einem Test der sozialen Interaktion mit einer CD-1- oder ERα-Cre F1-Maus10,11. Wie zuvor beschrieben, wurden Mäuse basierend auf ihrem sozialen Interaktionsverhalten (d. h. dem Verhältnis sozialer Interaktion (SI)) entweder als resilient (RES) oder als SUS klassifiziert (Abb. 1a, b, g und erweiterte Daten Abb. 1a, b, d). ,e). Es folgten ein Resident-Intruder-Test (RI) und ein sCPP mit 4–6 Wochen alten, gleichgeschlechtlichen juvenilen C57BL/6J-Mäusen. Während des RI-Tests zeigten Kontrollmäuse (CTRL) und RES-Mäuse ähnliche soziale Verhaltensweisen gegenüber dem Jungtier, einschließlich des Ausmaßes aktiver Interaktion (d. h. Annäherung, enges Verfolgen und Schnüffeln). Mäuse in diesen Gruppen zogen sich selten zurück, wenn sich das Jungtier näherte und Nachforschungen anstellte, was wir als passive soziale Untersuchung bezeichnen. Umgekehrt zeigten SUS-Mäuse viel weniger aktive soziale Untersuchungen, eine längere Latenzzeit bis zum ersten sozialen Kampf und deutlich mehr soziale Vermeidung während passiver sozialer Untersuchungen mit einem Jugendlichen (Abb. 1c, d, h, i und erweiterte Daten Abb. 1c, f). Zeit für soziale Untersuchungen, soziale Vermeidung und Latenz für die Untersuchung korrelierten mit dem SI-Verhältnis während des Tests mit einem CD-1 (Erweiterte Daten, Abb. 1g–l). Diese Ergebnisse zeigen, dass SUS-Mäuse nicht nur aggressive erwachsene männliche CD-1-Mäuse meiden, sondern auch nicht bedrohliche, gleichgeschlechtliche juvenile C57BL/6J-Mäuse. Als nächstes verwendeten wir den sCPP-Test, um die soziale Präferenz zu ermitteln. CTRL- und RES-Mäuse, jedoch nicht SUS-Mäuse, bildeten eine soziale Präferenz für den Kontext mit Eindringlingspaaren (Abb. 1e, j), was darauf hindeutet, dass die Interaktion zwischen Jugendlichen für SUS-Mäuse nicht lohnend ist. Der sCPP-Score korrelierte mit dem SI-Verhältnis (Abb. 1f, k) sowie der sozialen Untersuchungszeit, der Anzahl sozialer Vermeidungen und der Latenz bis zum ersten sozialen Kampf während des RI-Tests (erweiterte Daten, Abb. 1m–r). Der weibliche Brunstzyklus war nicht mit Unterschieden in der sCPP-Bildung verbunden (Extended Data Abb. 1s). Interessanterweise stellten wir fest, dass weibliche Mäuse nur dann ein signifikantes sCPP bildeten, wenn die jungen Mäuse während der Konditionierung an einen Drahtgeflechtbecher gebunden waren (Extended Data Abb. 1t), weshalb wir dieses Design für alle Studien an weiblichen Mäusen verwendeten. Alle Verhaltensparameter waren normalverteilt, mit Ausnahme der sozialen Vermeidung (Extended Data Abb. 1u). Da sCPP von intakten Lern- und Gedächtnisprozessen abhängt, führten wir Tests zur Erkennung neuartiger Objekte und neuer Standorte durch und fanden keine Hinweise auf Lern- und Gedächtnisdefizite bei SUS- oder RES-Mäusen im Vergleich zu CTRL-Mäusen (Extended Data Abb. 2a – c). . Um zu testen, ob die Reihenfolge, in der Verhaltenstests durchgeführt wurden, Aspekte des Sozialverhaltens beeinflusste, haben wir die Testreihenfolge (sCPP-RI-SI) bei WT-Mäusen nach CSDS umgekehrt und ähnliche Effekte festgestellt (Extended Data Abb. 2d, e). Als nächstes gruppierten wir Mäuse zunächst nach sCPP-Scores (soziale Präferenz) und fanden im RI-Test eine ähnliche positive Korrelation mit der sozialen Untersuchung sowie einen Trend für das SI-Verhältnis (Extended Data Abb. 2f, g), was wiederum darauf hindeutet, dass diese unterschiedlichen sozialen Verhaltensweisen korrelieren weitgehend miteinander. Zusammengenommen stützen diese Daten die Idee, dass CSDS-induzierte soziale Vermeidung auf Störungen in der Verarbeitung sozialer Belohnungen zurückzuführen ist, was uns zu der Annahme veranlasste, dass SUS-Mäuse jugendliche soziale Ziele tatsächlich als bedrohlich oder stressig wahrnehmen könnten.

a, Experimenteller Zeitplan für Sozialverhaltenstests nach chronischer sozialer Niederlage. b,g, SI-Verhältnisse von Frauen (einfache Varianzanalyse (ANOVA) mit Tukeys Mehrfachvergleichstest, F (2, 31) = 53,96, P < 0,0001, n = 10 (CTRL), 12 (RES), 12 (SUS) (b); und von Männern (einfaktorielle ANOVA, F (2, 46) = 24,36, P < 0,0001, n = 10 (STRG), 13 (RES), 26 (SUS) (g). c,h, Soziale Untersuchungszeit aus dem RI-Test von Frauen (einfaktorielle ANOVA, F (2, 31) = 6,755, P = 0,0037) (c); und von Männern (F (2, 46) = 14,82, P < 0,0001) (h). d,i, Soziale Vermeidung von Frauen (F (2, 31) = 33,13, P < 0,0001) (d) und Männern (F (2, 46) = 15,37, P < 0,0001) (i) . e, Zeit, die während des sCPP-Tests in gepaarten und ungepaarten Kammern verbracht wurde (weibliche CTRL (zweifache ANOVA mit wiederholten Messungen, gefolgt von Šídáks Mehrfachvergleichstest, F (1, 18) = 7,023, P = 0,0163, n = 10); RES-Mäuse (F (1, 22) = 4,598, P = 0,0433, n = 12) und SUS-Mäuse (F (1, 22) = 0,08155, P = 0,7779, n = 12)). f, Korrelation zwischen SI-Verhältnis und sCPP bei Frauen (R2 = 0,1474, P = 0,025). j, Zeit, die während des sCPP-Tests in gepaarten und ungepaarten Kammern verbracht wurde (zweifache ANOVA mit wiederholten Messungen: männliche CTRL (F (1, 18) = 6,074, P = 0,0240). , n = 10); RES-Mäuse (F (1, 26) = 7,499, P = 0,0110, n = 13); und SUS-Mäuse (F (1, 50) = 0,4818, P = 0,4908, n = 26)). k, Korrelation zwischen SI-Verhältnis und sCPP bei Männern (R2 = 0,08939, P = 0,0369). NS, nicht signifikant. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. Alle Daten sind als Mittelwert ± SEM ausgedrückt

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Um die Schaltkreismechanismen zu untersuchen, die soziale Belohnungsdefizite bei SUS-Mäusen vermitteln, führten wir mit der iDISCO+-Methode12 ein Cleared-Fos-Mapping-Verfahren für das gesamte Gehirn durch, um unterschiedlich modulierte Gehirnregionen nach CSDS zu untersuchen, als Mäuse jugendlichen Eindringlingen ausgesetzt waren (Abb. 2a und Extended Data Abb . 3a–h). Geklärte Gehirne (Abb. 2b) wurden auf einem Lichtblattmikroskop abgebildet (Abb. 2c), gefolgt von der Registrierung und Kommentierung (Extended Data Abb. 3i) mit ClearMap12. Um zunächst potenziell relevante Gehirnregionen zu untersuchen, wurden Fos+-Zellen zwischen CTRL-, SUS- und RES-Mäusen verglichen, um unterschiedlich regulierte Gehirnregionen bei beiden Geschlechtern zu identifizieren (Abb. 2d, erweiterte Datentabellen 1–5 und Ergänzungstabelle 1). Interessanterweise fanden wir beim Vergleich von RES- und SUS-Mäusen dramatische geschlechtsspezifische Unterschiede in der Fos-Aktivität, obwohl beide Geschlechter ähnliche soziale Defizite aufwiesen. Im Vergleich zu RES-Männern zeigten SUS-Männchen einen signifikanten Anstieg der Fos+-Zellen in 47 Regionen, während SUS-Weibchen nur in 22 Regionen einen signifikanten Anstieg zeigten. Bemerkenswerterweise war das laterale Septum (LS) im Vergleich zu RES-Mäusen sowohl bei männlichen als auch bei weiblichen SUS-Mäusen eine der am stärksten aktivierten Gehirnregionen, weshalb wir es für weitere Untersuchungen ausgewählt haben. Um zu bestätigen, dass die Fos-Aktivierung bei SUS-Mäusen auf das Vorhandensein eines sozialen Ziels zurückzuführen ist, führten wir nach CSDS einen zusätzlichen RI-Test mit einem neuartigen Objekt im Vergleich zu einem jugendlichen Eindringling durch. Unter diesen Bedingungen stellten wir fest, dass die Fos-Aktivität bei SUS-Mäusen nach der Interaktion mit Jugendlichen im Vergleich zur Interaktion mit neuen Objekten signifikant höher war. Obwohl wir bei RES-Mäusen einen leichten Anstieg der Fos-Aktivität sowohl nach der Interaktion mit neuen Objekten als auch nach der Interaktion mit Jugendlichen beobachteten, gab es keine signifikanten Unterschiede in der zwischen ihnen verbrachten Zeit (Extended Data Abb. 3j, k).

a, Zeitleiste der iDISCO+ Fos-Analyse aus dem RI-Test nach CSDS. Zeitgesteuerter Beutel, Mäuse wurden 90 Minuten nach dem RI-Test perfundiert. b: Mausgehirn vor und nach der iDISCO+-Bereinigung. c, Autofluoreszenz und Fos-Signal aus der Lichtblattbildgebung. d: ClearMap-Analyse, die unterschiedlich aktivierte Gehirnregionen von RES-Mäusen im Vergleich zu SUS-Mäusen zeigt. Pfeilspitzen zeigen LS an. e, Neurotensin-Expression aus Allen Brain Atlas ISH-Daten. f, Zeitleiste von ISH. g, h, Multiplex ISH (g) zeigt die Fos-Expression (h) in NT-Neuronen bei Frauen (einfaktorielle ANOVA, F (2, 6) = 7,887, P = 0,0209, n = 3 Mäuse pro Gruppe, drei Schnitte pro Maus ) und Männchen (F (2, 10) = 13,13, P = 0,0016, n = 3 (STRG), 4 (RES), 6 (SUS), drei Scheiben pro Maus); Maßstabsbalken, 50 μm. LV, Seitenventrikel. i, Zeitleiste der Schichtelektrophysiologie (ePhys) nach CSDS. j, eYFP+ NTLS-Neuronen, gepatcht in Ganzzellkonfiguration. k, Strom-Frequenz-Kurve, die die Anzahl der Aktionspotentiale zeigt, die durch inkrementelle Schritte des injizierten Stroms hervorgerufen werden. NTLS-Neuronen von SUS-Mäusen (n = 55 Neuronen) im Vergleich zu RES-Mäusen (Zwei-Wege-ANOVA, P < 0,0001, n = 19). l, Ruhemembranpotential (RMP) für SUS- und RES-Mäuse (zweiseitiger Mann-Whitney-Test, P = 0,0336, n = 4 (RES), 9 (SUS). m, Korrelation zwischen SI-Verhältnis und Feuerrate, hervorgerufen durch a 100 pA-Stufenstrom (Pearson-Korrelation, R2 = 0,34, P = 0,0351). Jeder Punkt stellt den Mittelwert pro Maus für RES-Mäuse (rot, n = 4) und SUS-Mäuse (schwarz, n = 9) dar. n, Probenspuren von Erregbarkeit für RES- (rot) und SUS-Mäuse (schwarz) nach 100-pA-Strominjektion. *P < 0,05, **P < 0,01. Alle Daten ausgedrückt als Mittelwert ± Sem

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Aufgrund seiner dichten gegenseitigen Verbindungen in den primären Belohnungszentren des Gehirns wird das LS oft als Knotenpunkt für Stimmung13,14,15,16, Motivation17,18 und räumliche Informationsverarbeitung19 angesehen. Interessanterweise stellten wir bei SUS-Mäusen nach juveniler RI fest, dass sich die meisten Fos-exprimierenden Neuronen speziell im lateral-ventralen Teil des LS befanden. Mithilfe der In-situ-Hybridisierungsdatenbank (ISH) des Allen Brain Atlas20 fanden wir mehrere Gene, die speziell im lateral-ventralen Teil des LS exprimiert werden, darunter Neurotensin (Nt) (Abb. 2e) und Corticotropin-Releasing-Hormon-Rezeptor 2 (Crhr2). Der Oxytocinrezeptor (Oxtr) wurde spezifisch im lateralen Teil exprimiert, Somatostatin (Sst) wurde hauptsächlich im dorsallateralen Teil exprimiert und der Dopaminrezeptor D3 (Drd3) wurde nur im medialen Teil des LS exprimiert. Mehrere aktuelle Studien haben die Rolle dieser molekular definierten Zelltypen bei der Verhaltensregulation untersucht, darunter Sst+-Neuronen bei der Angstkonditionierung21, vGAT+- und Nt+-Neuronen bei stressunterdrückter Nahrungsaufnahme22,23, Crhr2+-Neuronen bei angstähnlichem Verhalten24 sowie Oxtr+ und Drd3+-Neuronen bei sozialer Angst25 und sozialer Dysfunktion26. Um festzustellen, welcher Zelltyp durch soziale Interaktion zwischen Jugendlichen bei SUS-Mäusen aktiviert wurde, führten wir nach juveniler RI eine Multiplex-ISH an Gehirnschnitten von CSDS-Mäusen durch (Abb. 2f). Wir fanden bei SUS-Mäusen eine Kolokalisierung zwischen Nt und Fos von über 94 %, wobei die Expression von Fos in Nt–-Zellen sehr begrenzt war (Abb. 2g, h und erweiterte Daten, Abb. 4a). Etwa 100 % aller Nt+-Zellen waren GABAerge (Extended Data Abb. 4b,c). Interessanterweise waren Nt- und Crhr2-Messenger-RNA weitgehend im vorderen Teil, jedoch nicht im hinteren Teil des LS kolokalisiert, wo wir nach juveniler RI bei SUS-Mäusen einen signifikanten Anstieg der Fos-Spiegel fanden (Extended Data Abb. 4d, e). Nt+-Neuronen hatten eine Überlappung von etwa 5 % mit Drd3+ und von etwa 20 % mit Oxtr+-Neuronen (Extended Data Abb. 4f – i). Interessanterweise fanden wir auch einen Anstieg der Sst+ Fos+-Neuronen bei SUS-Mäusen nach sozialer Interaktion zwischen Jugendlichen im Vergleich zu CTRL-Mäusen, jedoch nicht zwischen RES- und SUS-Mäusen (Extended Data Abb. 4j, k). Zuletzt fanden wir keine Unterschiede in Nt-Fos+-Neuronen zwischen CTRL-, RES- und SUS-Mäusen (Extended Data Abb. 4l). Zusammengenommen verdeutlichen diese Daten eine potenziell starke Beteiligung von NTLS-Neuronen an sozialen Belohnungsdefiziten bei SUS-Mäusen.

Um zu bestätigen, dass NTLS-Neuronen in SUS-Mäusen nach der Interaktion mit einem Jungtier tatsächlich hyperaktiviert waren, verwendeten wir einen elektrophysiologischen Ansatz mit Ganzzellschnitten, um NTLS-Neuronen in besiegten männlichen Mäusen nach einem RI-Test für Jungtiere aufzuzeichnen (Abb. 2i, j). Wir fanden heraus, dass NTLS-Neuronen von SUS-Mäusen im Vergleich zu RES-Mäusen eine erhöhte Erregbarkeit (Abb. 2k, n) sowie ein verringertes Ruhemembranpotential (Abb. 2l und Extended Data Abb. 5a) zeigten. Interessanterweise stellten wir auch fest, dass die Erregbarkeit dieser Zellen negativ mit dem nach CSDS beobachteten SI-Verhältnis korrelierte (Abb. 2m). Diese Veränderungen in den intrinsischen Eigenschaften von NTLS-Neuronen legen nahe, dass CSDS dauerhafte Anpassungen in diesen Zellen induziert, die soziale Dysfunktion vermitteln. Interessanterweise fanden wir keine Unterschiede in anderen Eigenschaften dieser Zellen (Aktionspotentialschwelle, Amplitude, Halbwertsbreite oder schnelle Hyperpolarisation; Extended Data Abb. 5a), was bestätigt, dass CSDS die Erregbarkeit dieser Zellen bei SUS-Mäusen spezifisch erhöht.

Um die NTLS-Neuronenaktivität in vivo bei sozialen Begegnungen mit Jugendlichen weiter zu untersuchen, injizierten wir Cre-abhängige Adeno-assoziierte Virus (AAV)-DIO-GCaMP6s in den LS von transgenen Nt-Cre-Mäusen, um NTLS-Neuronen zu markieren (Abb. 3a). Anschließend haben wir die fluoreszierende Ca2+-Aktivität mittels Faserphotometrie (FP) in CTRL-, RES- und SUS-Mäusen während der juvenilen RI gemessen (Abb. 3b und erweiterte Daten Abb. 5b). Wir fanden keinen Anstieg der NTLS-Neuronenaktivität bei CTRL- (Abb. 3c, d) und RES-Mäusen (Abb. 3e, f) als Reaktion auf die jugendliche Annäherung, aber SUS-Mäuse zeigten eine signifikant höhere Aktivität (Abb. 3g, h). Überraschenderweise war das Ausmaß (ungefähr 5–10 % Änderung der Fluoreszenz (ΔF/F)) des Anstiegs der NTLS-Neuronenaktivität während der Annäherung an Jungtiere ähnlich dem, das beobachtet wurde, wenn nicht gestresste CTRL-Mäuse eine aversive Erfahrung machten, beispielsweise wenn sie von einem aggressiven Angriff angegriffen wurden CD-1-Maus (Abb. 3i, j) oder eine schmerzhafte, vom Untersucher verabreichte Schwanzklemmung (Abb. 3k, l). Darüber hinaus zeigte die NTLS-Neuronenaktivität nach dem Verzehr schmackhafter Nahrungsmittel keine Veränderung (Extended Data Abb. 5c). Diese Ergebnisse stimmen mit der Vorstellung überein, dass NTLS-Neuronen auf aversive, aber nicht auf lohnende Reize reagieren. Wir haben die Aktivität von NTLS-Neuronen während der sCPP-Konditionierung weiter getestet und festgestellt, dass NTLS-Neuronen in SUS-Mäusen während der Konditionierungssitzung mit Jugendpaaren eine höhere Aktivität zeigten, ohne dass bei CTRL- oder RES-Mäusen Veränderungen beobachtet wurden (Extended Data, Abb. 5d). Auf der Grundlage dieser Daten schlagen wir vor, dass SUS-Mäuse nach CSDS Hinweise auf soziale Bedrohungen übermäßig verallgemeinern und Jungtiere als soziale Bedrohung wahrnehmen, ähnlich wie es bei einem Angriff durch eine äußerst aggressive CD-1-Maus beobachtet wird.

a, AAV-DIO-GCaMP6s-Injektion und Expression in LS. b, Zeitleiste der FP-Experimente. c–h, links, repräsentative Ca2+-Spur von NTLS-Neuronen während des Resident-Intruder-Tests (rosa Streifen zeigen passive soziale Untersuchung an); mittleres Peri-Event-Diagramm der NTLS-Neuronenaktivität 2 s vor und nach der Annäherung des Eindringlings; rechts, Statistiken für Neuronenaktivität 2 s vor und 2 s nach sozialen Ereignissen bei CTRL-Frauen (gepaarter zweiseitiger t-Test, t6 = 3,379, P = 0,0149, n = 7) (c) und Männern (t6 = 0,5081, P = 0,6295, n = 7) (d); bei RES-Frauen (t4 = 0,6528, P = 0,5495, n = 5) (e) und Männern (t4 = 0,2939, P = 0,7834, n = 5) (f); und bei SUS Frauen (t4 = 3,772, P = 0,0196, n = 5) (g) und Männern (t4 = 4,844, P = 0,0084, n = 5) (h). i–l, links, repräsentative Ca2+-Spur von NTLS-Neuronen in CTRL-Mäusen während sozialer Niederlage und Schwanzklemmen; mittleres Peri-Event-Diagramm der NTLS-Neuronenaktivität 2 s vor und 2 s nach Angriff/Schwanzeinklemmung; rechts, Statistik der Neuronenaktivität 2 s vor und 2 s nach dem Ereignis bei weiblicher Niederlage (t7 = 6,852, P = 0,0002, n = 8) (i), männlicher Niederlage (t6 = 6,973, P = 0,0010, n = 7) ( j), weibliche Schwanzklemmung (t4 = 3,988, P = 0,0163, n = 5) (k) und männliche Schwanzklemmung (t5 = 6,137, P = 0,0017, n = 6) (l). Alle Daten wurden mithilfe des gepaarten zweiseitigen T-Tests analysiert. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001. Alle Daten werden als Mittelwert ± Standardabweichung ausgedrückt, Maßstabsbalken, 100 μm. Die Illustrationen in b wurden mit BioRender (https://biorender.com) erstellt.

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Um zu beurteilen, ob NTLS-Neuronen das soziale Verhalten nach CSDS regulieren, verwendeten wir virale Vektoren, die ausschließlich durch Designerdrogen aktivierte Designer-Rezeptoren (DREADDs) exprimieren, um die Aktivität von NTLS-Neuronen während SI mit einer CD-1-Maus und auch während juveniler RI und sCPP bidirektional zu manipulieren . Ungefähr 3–4 Wochen vor CSDS injizierten wir AAV-DIO-hM3Dq-, AAV-DIO-hM4Di- oder AAV-DIO-mCherry-Viren in den LS von 4 Wochen alten Nt-Cre-Mäusen (Abb. 4a und Extended Data Abb. 6a). Mäuse wurden zufällig den CTRL- oder CSDS-Bedingungen zugeordnet. Für Inhibitionsstudien mit hM4Di zum Nachweis der Notwendigkeit verwendeten wir nur SUS-Mäuse, während wir für Aktivierungsstudien zum Nachweis der Suffizienz nur RES-Mäuse verwendeten (Hinweis: unterschiedliche Ausgangs-SI für mit Vehikel behandelte SUS-hM4Di-Mäuse gegenüber RES-hM3Dq-Mäusen in Abb. 4). Die Tests wurden unter Verwendung eines In-Subjekt-Designs durchgeführt, bei dem Mäuse zunächst 30 Minuten nach der Vehikelinjektion auf SI getestet wurden; Dann wurde den Mäusen 30 Minuten vor dem zweiten SI intraperitoneal Clozapin-N-oxid (CNO) injiziert. Wir fanden bidirektionale Effekte der NTLS-Neuronenmodulation auf SI sowohl bei Frauen als auch bei Männern, wobei eine erhöhte Aktivität den SI bei RES-Mäusen reduzierte und eine verringerte Aktivität den SI bei SUS-Mäusen verstärkte (Abb. 4b, i). Anschließend wurden die Mäuse für RI in zwei Gruppen aufgeteilt, um sicherzustellen, dass das SI-Verhältnis zwischen den Gruppen ausgeglichen war. Mäuse erhielten während des RI-Tests entweder Vehikel oder CNO. Die Hemmung von NTLS-Neuronen verlängerte die soziale Untersuchungszeit und normalisierte das Vermeidungsverhalten bei beiden Geschlechtern (Abb. 4c, d, j, k). Für sCPP behandelten wir hM4Di-injizierte SUS-Mäuse und hM3Dq-injizierte RES-Mäuse während sozialer Konditionierungssitzungen mit Vehikel oder CNO. Wir fanden heraus, dass wir durch die Hemmung von NTLS-Neuronen in SUS-Mäusen die Präferenz für das sozial konditionierte Kompartiment bei beiden Geschlechtern auf CTRL- oder RES-Werte normalisieren konnten (Abb. 4e, f, l, m). Umgekehrt konnten wir durch die Aktivierung von NTLS-Neuronen in RES-Mäusen die soziale Untersuchung und soziale Präferenz im Vergleich zu ihren mit Vehikel behandelten Kontrollen bei beiden Geschlechtern reduzieren (Abb. 4g, h, n, o). Daher stellen wir fest, dass die Aktivierung von NTLS-Neuronen infolge eines sozialen Traumas sowohl notwendig als auch ausreichend ist, um soziale Verhaltensdefizite hervorzurufen. Interessanterweise beeinflusste die Aktivierung von NTLS-Neuronen in stressnaiven Mäusen weder das SI-Verhältnis noch den sCPP (Extended Data Abb. 6b–d), was darauf hindeutet, dass eine Vorgeschichte sozialer Traumata von entscheidender Bedeutung ist. Dementsprechend stellen wir keinen Einfluss von nicht-sozialen Stressfaktoren wie CVS auf die soziale Belohnung fest (Extended Data Abb. 6e, f), obwohl sowohl CSDS als auch CVS die Präferenzen für natürliche Belohnungen wie Saccharose in ähnlicher Weise verringern27. In Übereinstimmung damit zeigte eine aktuelle Studie, dass ventrale CA3-Neuronen, die zum LS projizieren, eine Rolle bei der Vermeidung von akutem sozialem Stress spielen28, jedoch nicht bei nicht gestressten Mäusen29. Um zu testen, ob NTLS-Neuronen das Belohnungs- oder Abneigungsverhalten allgemeiner regulieren können, verwendeten wir einen Echtzeit-Ortspräferenztest (RTPP) bei stressnaiven Mäusen und fanden keinen Einfluss der optogenetischen Stimulation von NTLS-Neuronen auf die Präferenz (Extended Data Abb. 6g, H). Zusammengenommen stützen diese Daten die Idee, dass NTLS-Schaltkreise soziales Verhalten kontextabhängig modulieren.

a, Experimenteller Zeitplan für DREADD-Experimente. b–d,i–k, SI-Verhältnis, soziale Untersuchung und soziale Vermeidung nach chemogenetischer Aktivierung (RES-Mäuse) oder Hemmung (SUS-Mäuse) von NTLS-Neuronen während des sozialen Tests nach CSDS (zweifache ANOVA mit wiederholten Messungen, weiblich: F ( 2, 53) = 9,785, P = 0,0002, n = 18 (hM3Dq), 20 (hM4Di), 16 (mCherry) (b), F (2, 25) = 5,807, P = 0,0085 (c), F (2 , 25) = 5,906, P = 0,0079, n = 9 (hM3Dq), 10 (hM4Di), 8 (mCherry) (d); männlich: F (2, 64) = 12,96, P < 0,0001, n = 30 (hM3Dq ), 20 (hM4Di), 17 (mCherry) (i), F (2, 20) = 19,46, P < 0,0001 (j), F (2, 20) = 10,12, P = 0,0009, n = 8 (hM3Dq) , 8 (hM4Di), 7 (mCherry) (k)). e–h,l–o, Gerettete soziale Präferenz durch Hemmung von NTLS-Neuronen bei weiblichen SUS-Mäusen (zweifache ANOVA mit wiederholten Messungen, CNO (e), F (1, 14) = 7,272, P = 0,0174, n = 8 ; Fahrzeug (f), F (1, 14) = 0,3070, P = 0,5883, n = 8); und bei männlichen SUS-Mäusen (CNO (l), F (1, 14) = 4,710, P = 0,0477, n = 8; Vehikel (m), F (1, 18) = 1,627, P = 0,2183, n = 10) . Aktivierung von NTLS-Populationen bei RES-Weibchen (Zweiwege-ANOVA mit wiederholten Messungen, CNO (g), F (1, 18) = 0,1653, P = 0,6891, n = 10; Vehikel (h), F (1, 18) = 8,490, P = 0,0093, n = 10); und bei RES-Männern (CNO (n), F (1, 14) = 0,2221, P = 0,6447, n = 8; Vehikel (o), F (1, 16) = 9,283, P = 0,0077, n = 9) blockiert soziale CPP-Bildung. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. Alle Daten sind als Mittelwert ± SEM ausgedrückt

Quelldaten

Um festzustellen, ob NTLS-Neuronen kontextspezifische Informationen im Zusammenhang mit nicht-sozialen Stressoren kodieren, setzten wir WT-Mäuse chronischem Rückhaltestress (CRS) aus und führten dann einen Interaktionstest mit einem neuen Rückhalterohr durch. Wir fanden heraus, dass Mäuse, die CRS ausgesetzt waren, eine längere Latenzzeit aufwiesen, um sich der Röhre zu nähern, und weniger Zeit für die Untersuchung der Röhre aufwendeten (Erweiterte Daten, Abb. 7a, b). Anschließend haben wir NTLS-Neuronen mit einem hemmenden DREADD zum Schweigen gebracht und festgestellt, dass dies die Röhrenvermeidung teilweise rettete (Erweiterte Daten, Abb. 7c, d). In einer separaten Gruppe haben wir WT-Mäuse mit jugendlicher Bettwäsche/Geruch während CRS (CRSO) gepaart und keine Unterschiede im juvenilen RI-Test festgestellt, was darauf hindeutet, dass Mäuse die Vermeidung gegenüber einem jugendlichen sozialen Ziel nicht verallgemeinern, basierend auf der Exposition gegenüber diesen olfaktorischen Hinweisen (Erweitert). Daten Abb. 7e,f). Insgesamt deuten diese Daten darauf hin, dass NTLS-Neuronen an allgemeineren Berechnungen beteiligt sind, die vergangene Informationen aus stressigen oder bedrohlichen Situationen nutzen, um zukünftiges Verhalten auf Hinweise zu lenken, die mit denselben oder ähnlich bedrohlichen/stressigen Situationen verbunden sind. Schließlich fanden wir eine Rolle für NTLS-Neuronen bei der Vermittlung angstbedingter Verhaltensweisen, wie dem erhöhten Plus-Labyrinth (EPM), dem Marmor-Vergrabungstest und dem offenen Feldtest (OFT) (Extended Data Abb. 7g – j). Zusammengenommen verdeutlichen diese Ergebnisse, dass der LS ein entscheidender Knotenpunkt bei der Regulierung emotionalen Verhaltens ist, insbesondere als Reaktion auf aversive/stressige Erfahrungen.

Der LS enthält GABAerge Projektionsneuronen mit großer Reichweite30 und verfügt über topographisch verteilte Input-Output-Projektionen mit großer Reichweite18,31,32. Um die Ausgabemuster von NTLS-Neuronen zu bestimmen, verwendeten wir mehrere virusvermittelte anterograde Tracing-Tools. Zuerst injizierten wir AAV-DIO-verstärktes gelb fluoreszierendes Protein (eYFP) in den LS von Nt-Cre-Mäusen und bildeten eYFP+-Axonterminals im gesamten Gehirn ab (Abb. 5a). Anschließend verwendeten wir HSV-1 (H129ΔTK-TT) für die anterograde transsynaptische Verfolgung33, um zu überprüfen, welche Regionen monosynaptische Verbindungen mit NTLS-Neuronen bilden (Abb. 5b und erweiterte Daten Abb. 8a). Interessanterweise wurden viele der stromabwärts gelegenen Regionen identifiziert, wie der medial-laterale präoptische Bereich (LPO/MPO), der Nucleus accumbens (NAc), der vordere Hypothalamuskern (AHN), der laterale Hypothalamus (LH), das periaquäduktale Grau (PAG) und die mediale Amygdala (MEA) und der supramammilläre Kern (SuM) sind alle an verschiedenen Aspekten des Sozialverhaltens34 oder der konditionierten Belohnung35 beteiligt. Unter diesen Regionen ist der NAc an sozialer Belohnung36,37 und Stressanfälligkeit35,38 beteiligt, und der PAG an sozialer Aggression39 sowie an Abwehr- und Fluchtverhalten40,41. Obwohl die AHN eine Rolle bei Abwehrverhalten42 und Elternverhalten43 spielt, ist ihre Rolle bei der sozialen Belohnung weiterhin unbekannt. Wir wollten zunächst feststellen, ob zu jeder dieser Stellen die gleichen oder unterschiedliche NTLS-Neuronen projizieren. Wir injizierten ein Cre-abhängiges retrogrades AAV (rgAAV-DIO), das tdTomato exprimiert, in die AHN, NAc oder PAG von Nt-Cre-Mäusen (Extended Data Abb. 8b). Bei denselben Mäusen wurde rgAAV-DIO-eYFP in die alternativen Regionen injiziert und wir konnten eine Überlappung zwischen tdTomato und eYFP in NTLS-Neuronen sichtbar machen. Wir injizierten auch die Choleratoxin-Untereinheit B (CTB) in NAc (CTB488), AHN (CTB555) und PAG (CTB647) (Erweiterte Daten Abb. 8d) und fanden ähnliche Ergebnisse: AHN/NAc-, AHN/PAG- und NAc/ PAG-projizierende LS-Neuronen zeigten nur geringe Überlappungen (Extended Data Abb. 8c, e), was weiter bestätigt, dass LS-Neuronen, die in diese Regionen projizieren, größtenteils separate Subpopulationen darstellen. Um die Funktion dieser NTLS-Schaltkreise zu untersuchen, injizierten wir AAV-DIO-ChR2(H134R) in den LS von 5 Wochen alten Nt-Cre-Mäusen und implantierten Ferrulen in NAc, AHN oder PAG. Drei Wochen später wurden die Mäuse einem CSDS unterhalb der Schwelle (stCSDS) unterzogen und das Sozialverhalten wurde während eines zweitägigen, 5-minütigen RI-Tests für Jugendliche getestet, bei dem die Ein-/Aus-Reihenfolge des Lasers ausgeglichen wurde (Abb. 5c). Die Aktivierung von NTLS→AHN- oder NTLS→NAc-Schaltkreisen verkürzte die aktive soziale Untersuchungszeit, ohne das soziale Vermeidungsverhalten während passiver sozialer Kämpfe zu beeinträchtigen, die vom Jugendlichen initiiert wurden (Abb. 5d – i). Die Aktivierung des NTLS→PAG-Schaltkreises hatte jedoch weder einen Einfluss auf die soziale Untersuchungszeit noch auf die soziale Vermeidung (Abb. 5j – l). Um weiter zu validieren, ob die Manipulation von NTLS→AHN- oder NTLS→NAc-Schaltkreisen die soziale Interaktion bidirektional modulieren kann, haben wir AAV-DIO-eNpHR3.0 in das LS injiziert und dann CSDS durchgeführt (Extended Data Abb. 9a). Wir fanden heraus, dass die Hemmung der NTLS→AHN- oder NTLS→NAc-Schaltkreise die soziale Untersuchung steigerte und die soziale Vermeidung während des RI-Tests teilweise verringerte (Extended Data Abb. 9b–e). Um zu testen, ob diese Signalwege die soziale Präferenz bidirektional steuern, injizierten wir entweder AAV-DIO-ChR2 oder AAV-DIO-eNpHR3.0, setzten Mäuse sozialem Niederlagenstress aus und führten dann während der sozialen Interaktion eine optische Stimulation der NTLS→AHN- oder NTLS→NAc-Schaltkreise durch Konditionierungssitzung. Wie erwartet stellten wir fest, dass die bidirektionale Regulierung beider Wege das sCPP beeinflusste (Extended Data Abb. 9f – m). Die eNpHR3.0-Manipulation schien im Allgemeinen subtilere Auswirkungen zu haben, möglicherweise aufgrund ihrer geringen Wirksamkeit bei der präsynaptischen Hemmung. Kürzlich entwickelte G-Protein-gekoppelte optogenetische Werkzeuge44,45 könnten in zukünftigen Studien eine überzeugendere Methode für die weitreichende präsynaptische Hemmung darstellen.

a, Anterograde AAV-DIO-eYFP-Verfolgung von NTLS-Neuronen. b: Die transsynaptische Verfolgung von anterogradem HSV-1 (H129ΔTK-TT) (70 Stunden nach der Injektion) verifiziert monosynaptische Verbindungen zwischen NTLS-Neuronen und den in a gezeigten Regionen. c, AAV-DIO-ChR2-Injektion und Zeitplan für optogenetische Experimente mit residenten Eindringlingen. d–l, Aktivierung des ChR2-Axonterminals in NAc (d), AHN (g) und PAG (j) während des RI-Tests bei Frauen (NAc (e), soziale Untersuchung, F (1, 12) = 4,836, P = 0,0482; soziale Vermeidung, F (1, 12) = 2,935, P = 0,1123, n = 8 (ChR2), 6 (eYFP); AHN (h), soziale Untersuchung, F (1, 12) = 4,947, P = 0,0461, sozial Vermeidung, F (1, 12) = 0,8571, P = 0,3728, n = 8 (ChR2), 7 (eYFP)); PAG (k), soziale Untersuchung, F (1, 13) = 0,6986, P = 0,4183; soziale Vermeidung, F (1, 13) = 0,07324, P = 0,7909, n = 8 (ChR2), 6 (eYFP); und bei Männern (soziale Untersuchung, NAc (f), F (1, 13) = 4,540, P = 0,0528; soziale Vermeidung, F (1, 13) = 0,2848, P = 0,6026, n = 9 (ChR2), 5 ( eYFP); AHN (i), soziale Untersuchung, F (1, 13) = 28,94, P = 0,0001, soziale Vermeidung, F (1, 13) = 0,06521, P = 0,8024, n = 8 (ChR2), 7 (eYFP ); PAG (l), soziale Untersuchung, F (1, 14) = 0,002038, P = 0,9646; soziale Vermeidung, F (1, 14) = 1,750, P = 0,2071, n = 9 (ChR2), 6 (eYFP) (F)). Für alle Vergleiche wurde eine Zwei-Wege-ANOVA mit wiederholten Messungen durchgeführt. *P < 0,05, **P < 0,01, ****P < 0,0001. Alle Daten werden als Mittelwert ± Standardabweichung ausgedrückt, Maßstabsbalken, 200 μm. Die Illustrationen in c wurden mit BioRender (https://biorender.com) erstellt.

Quelldaten

Um zu bestätigen, dass diese Projektionen monosynaptisch und inhibitorisch waren, injizierten wir AAV-DIO-ChR2 in den LS von Nt-Cre-Mäusen und führten eine Ex-vivo-Ganzzellelektrophysiologie mit ChR2-unterstützter Schaltkreiskartierung der NTLS→NAc- und NTLS→AHN-Signalwege durch. Unsere Daten zeigen, dass beide Wege monosynaptisch (mit TTX), inhibitorisch (Cs-basiert intern, bei 0 mV geklemmt) und GABAa-abhängig (SR-95531, Gabazine) sind (Erweiterte Daten Abb. 10a, b). Wir haben auch bestätigt, dass eine 15-Hz-Blaulichtstimulation zuverlässig NTLS-Neuronen hervorrufen kann (Extended Data, Abb. 10c). Da berichtet wurde, dass andere Zelltypen im LS das Stressverhalten unter verschiedenen Bedingungen modulieren können, haben wir durch die Injektion von AAV-Flpo und AAV-CreOff getestet, ob Nicht-NT-Neuronen im LS auch eine Rolle bei durch soziale Traumata verursachten sozialen Defiziten spielen -FlpOn-ChR2-Viren in den LS von Nt-Cre-Mäusen, um Nicht-NT-Neuronen mit ChR2 zu markieren (Extended Data Abb. 10d). Wir haben die Spezifität dieses Ansatzes zunächst mithilfe von Multiplex ISH (Extended Data Abb. 10e, f) validiert und nur sehr geringe Überlappungen zwischen ChR2 und NT festgestellt. Als nächstes validierten wir die Stimulationsparameter für ChR2 mithilfe der Schichtelektrophysiologie und bestätigten, dass 15 Hz zuverlässig Nicht-NT-Neuronen im LS aktivierten (Erweiterte Daten, Abb. 10g). Anschließend stimulierten wir Nicht-NT-Neuronen im LS in vivo mit 15 Hz während des RI-Tests nach CSDS und stellten keine Auswirkung auf die soziale Interaktion fest (Extended Data Abb. 10h). Zusammengenommen legen diese Ergebnisse nahe, dass die Aktivierung hemmender NTLS-Projektionen auf AHN und NAc sowohl notwendig als auch ausreichend ist, um die soziale Untersuchung und soziale Präferenz von Mäusen nach traumatischen sozialen Erfahrungen zu verändern.

Viele Komponenten des Sozialverhaltens, einschließlich seiner belohnenden Eigenschaften, sind zwischen Menschen und Nagetieren evolutionär erhalten geblieben46,47. Obwohl allgemein bekannt ist, dass sozialer Stress zur Entwicklung von Depressionen, Angstzuständen48 und posttraumatischer Belastungsstörung38 führt, sind die neuronalen Schaltkreise, die die negativen Folgen von sozialem Stress vermitteln – insbesondere im Hinblick auf soziale Belohnung – nicht genau definiert. Wir halten präklinische soziale Stressmodelle für unerlässlich für diese Frühphasenarbeit, damit wir potenzielle Schaltkreismechanismen traumabedingter sozialer Belohnung definieren können, um zukünftige Studien am Menschen zu unterstützen.

Mit einem unvoreingenommenen Ansatz identifizierten wir die LS als eine der am stärksten regulierten Regionen, die sowohl bei männlichen als auch bei weiblichen SUS-Mäusen als Reaktion auf ein normalerweise lohnendes soziales Ziel aktiviert wird, was darauf hindeutet, dass es sich möglicherweise um eine besonders wichtige Region im Hinblick auf die Erklärung des gemeinsamen Sozialen handelt Defizite bei beiden Geschlechtern. Eine detaillierte Analyse des LS identifizierte eine spezifische Population GABAerger Projektionsneuronen, die das Neuropeptid Neurotensin exprimieren. Bei nicht gestressten Mäusen stellten wir fest, dass diese Zellen in Bedrohungssituationen reagierten, auch als Reaktion auf aggressives Angriffsverhalten. Nach einem chronischen sozialen Trauma bei SUS-Mäusen stellten wir jedoch fest, dass diese Neuronen ihre Reaktionen auf nicht bedrohliche soziale Situationen verallgemeinern, auch bei Interaktionen mit nicht aggressiven Jungmäusen. Bemerkenswert ist, dass NTLS- und Drd3+-Neuronen gegensätzliche Funktionen zur Steuerung des Sozialverhaltens nach Stress ausüben (Abb. 4 und Lit. 26). Drd3+- und Nt+-Neuronen sind im LS topografisch unterschiedlich und es ist wahrscheinlich, dass sie unterschiedliche Eingabe-/Ausgabe-Projektionsmuster aufweisen und möglicherweise sogar unterschiedliche synaptische Verbindungen innerhalb des LS bilden. Daher stellten wir die Hypothese auf, dass NTLS-Neuronen eine einzigartige Rolle bei der Regulierung sozialer Belohnungen spielen könnten, indem sie nachgeschaltete Belohnungszentren hemmen. In anterograden Verfolgungsstudien wurde tatsächlich festgestellt, dass bekannte Belohnungszentren – einschließlich NAc und AHN – eine mäßige/dichte Innervation von NTLS-Neuronen erhalten, und die Aktivierung dieser Eingaben verringerte die soziale Interaktion und die kontextabhängige soziale Belohnung mit einem Jugendlichen.

Weil Angst bekanntermaßen adaptives Sozialverhalten hemmt; Eine entscheidende Frage ist, ob NTLS-Neuronen soziale Abneigung kodieren oder ob sie lediglich einen allgemeinen Angstzustand kodieren, der das Sozialverhalten beeinträchtigt. Unseren Daten zufolge sind durch EPM/OFT gemessene generalisierte Angstzustände von Defiziten im Sozialverhalten trennbar: (1) Wenn wir NTLS-Neuronen in Mäusen, die keinen sozialen Stress aufweisen, stimulieren, sind wir in der Lage, ein generalisiertes Erkundungsdefizit im EPM/OFT zu erzeugen ( Erweiterte Daten Abb. 7); Eine solche Stimulation führt jedoch nicht zur Vermeidung eines sozialen Ziels (Extended Data, Abb. 6b). (2) Sowohl RES- als auch SUS-Mäuse im CSDS-Modell zeigten angstähnliches Verhalten im OFT und EPM, doch nur SUS-Mäuse zeigten soziale Vermeidung und verringerte soziale Belohnung. (3) Obwohl CVS zu einer Zunahme des generalisierten angstähnlichen Verhaltens führt, hat es keinen Einfluss auf die soziale Interaktion oder soziale Belohnung (Extended Data Abb. 6e,f). Zusätzlich zur Regulierung generalisierter Angstzustände kodieren NTLS-Neuronen daher Kontextinformationen über stressige/traumatische Erfahrungen in der Vergangenheit, um zukünftige Verhaltensreaktionen zu steuern.

Insgesamt zeigen unsere Ergebnisse, dass belohnende soziale Ziele sowohl bei männlichen als auch bei weiblichen SUS-Mäusen als stressig oder bedrohlich wahrgenommen werden, was die NTLS-Schaltkreise aktiviert und die Verarbeitung sozialer Belohnungen kontextabhängig beeinträchtigt. Interessanterweise wurde in Studien an Patienten mit Depressionen und komorbider sozialer Angststörung gezeigt, dass soziale Traumata die Darstellung sozialer Bedrohungen ungewöhnlich verstärken49. Darüber hinaus wird berichtet, dass Kinder, die ein Trauma erlebt haben, eine erhöhte Wahrnehmungsempfindlichkeit gegenüber Bedrohungen, eine Fehlklassifizierung negativer und neutraler Emotionen und eine Aufmerksamkeitsverzerrung gegenüber bedrohungsbezogenen Hinweisen aufweisen50. Unsere Forschung liefert somit eine wichtige Grundlage für das Verständnis der neuronalen Mechanismen, die der Verarbeitung sozialer Belohnungen nach einem Trauma zugrunde liegen. Zukünftige Studien am Menschen, um die Relevanz von LS-Schaltkreisen bei der Vermittlung der sozialen Bedrohungswahrnehmung und der Belohnungsempfindlichkeit bei Traumaopfern zu testen, werden äußerst aufschlussreich sein.

Wildtyp-C57BL/6J-Mäuse im Alter von 7–8 Wochen (Männchen, 22–26 g; Weibchen, 18–22 g; Jackson Laboratory) wurden als Versuchsmäuse in CSDS-Studien verwendet; 4–6 Wochen alte C57BL/6J-Mäuse (Jackson Laboratory) wurden sowohl im RI-Test als auch im sCPP-Test als neue Eindringlinge verwendet; Als Aggressoren für männliches CSDS wurden 16–24 Monate alte männliche CD-1 (ICR)-Mäuse (sexuell erfahrene Züchter im Ruhestand; Charles River Laboratories) eingesetzt. ERα-Cre-Mäuse (017911, B6N.129S6(Cg)-Esr1tm1.1(cre)And/J; Jackson-Labor) wurden mit CD-1-Weibchen gekreuzt, um F1-Männchen zu erhalten, die als Aggressoren für weibliche CSDS verwendet wurden. Homozygote Nt-Cre-Mäuse (01752, B6; 129-Ntstm1(cre) Mgmj/J; Jackson Laboratory) wurden mit WT-C57BL/6-J-Mäusen gekreuzt, und die F1-Generation wurde als Versuchsmäuse in den CSDS-Studien verwendet. Wurfgeschwister wurden nach dem Zufallsprinzip Versuchsgruppen zugeordnet. Vor Beginn der Experimente durften sich alle Mäuse eine Woche lang an die Unterbringungsmöglichkeiten gewöhnen. WT-CD-1- und F1-ERα-Cre-Mäuse wurden einzeln gehalten, Nt-Cre- und WT-C57BL/6J-Mäuse wurden in Gruppen von drei bis fünf gehalten. Alle Mäuse wurden in einem 12/12-Stunden-Hell/Dunkel-Zyklus (07:00–19:00 Uhr) gehalten und hatten nach Belieben Zugang zu Futter und Wasser. Die Wohn- und Versuchsräume wurden auf 20–22 °C und 40–60 % Luftfeuchtigkeit gehalten. Die Experimente wurden während der Lichtphase durchgeführt. Die Verfahren wurden in Übereinstimmung mit dem National Institutes of Health Guide for Care durchgeführt und vom Use of Laboratory Animals und der Icahn School of Medicine am Mount Sinai Institutional Animal Care and Use Committee genehmigt. Weitere Informationen zu den in dieser Studie verwendeten Mäusen finden Sie in der Life Sciences Reporting Summary.

Das Screening weiblicher11 und männlicher10 Aggressoren für CSDS- und SI-Tests wurde wie zuvor beschrieben durchgeführt. Nach dem CSDS wurden die Versuchsmännchen einzeln gehalten, während die Weibchen während des CSDS in Gruppen gehalten wurden, nach der Niederlage jedoch einzeln gehalten wurden. Die Niederlage wurde gestoppt, wenn ein Eindringling Anzeichen einer Verletzung zeigte. Ein rein männlicher CSDS dauerte 10 Tage lang 10 Minuten pro Tag, ein rein weiblicher CSDS dauerte 10 Tage lang 5 Minuten pro Tag; stCSDS dauerte 10 Tage lang 5 bzw. 2 Minuten pro Tag für Männer und Frauen.

CVS wurde gegenüber unserer vorherigen Arbeit51 geändert. Männliche und weibliche Mäuse wurden zufällig den CTRL- und CVS-Gruppen zugeordnet. CVS-Gruppen wurden 28 Tage lang einem Stressor mit einem Stressor pro Tag ausgesetzt. Die Stressfaktoren bestanden aus einem einstündigen Fußschock (zufälliger Schock 60 Mal in einer Stunde), einer einstündigen Schwanzaufhängung und einer einstündigen Fixierung.

Männliche Mäuse wurden zufällig den CTRL- und CRS-Gruppen zugeordnet. Die CRS-Gruppe wurde 28 Tage lang täglich einstündigem Fixierungsstress ausgesetzt. Für das juvenile geruchsgepaarte CRS wurden Mäuse in einem 50-ml-Restrainer gehalten und in einen neuen Käfig mit Einstreu einer gleichgeschlechtlichen juvenilen C57BL/6J-Maus gesetzt.

SI-Tests wurden 24 Stunden nach der letzten Niederlage durchgeführt, wie zuvor beschrieben10. Die Mäuse wurden vor dem Test eine Stunde lang an die Testräume gewöhnt und alle Tests wurden unter Rotlichtbedingungen durchgeführt. SI-Tests wurden mit Mäusen durchgeführt, die sich 2,5 Minuten lang frei in einer zielfreien Arena (44 cm (B) × 44 cm (T) × 38 cm (H)) erkundeten, gefolgt von weiteren 2,5 Minuten mit vorhandenem Ziel (CD-1 oder). ERα-Cre-Mäuse)-Sitzung, bei der die Zielmäuse in einem Drahtgeflechtgehäuse (10 cm (B) × 6,5 cm (T) × 38 cm (H)) eingesperrt wurden. Die „Interaktionszone“ der Testarena umfasste eine rechteckige Fläche von 14 cm × 24 cm, die 8 cm um das Drahtgeflechtgehäuse hinausragte. Die „Eckzonen“ umfassten eine Fläche von 9 cm × 9 cm, die von den beiden Eckverbindungen gegenüber der Drahtgeflechteinfassung abragte. Wir berechneten das SI-Verhältnis als das Verhältnis der Zeit, die in der Interaktionszone mit einer anwesenden CD-1- oder F1-ERα-Cre-Maus verbracht wurde, zu der Zeit, die in Abwesenheit des Ziels verbracht wurde. Alle Mäuse mit einem SI-Verhältnis über 1 wurden als RES-Mäuse und alle mit einem Verhältnis unter 1 als SUS-Mäuse klassifiziert. Das Eckverhältnis wurde als Verhältnis der in der Eckzone verbrachten Zeit mit Anwesenheit einer erwachsenen CD-1- oder F1-ERα-Cre-Zielmaus zur Zeit in Abwesenheit der Zielmaus berechnet.

Der RI-Test wurde gegenüber einem zuvor beschriebenen Protokoll52 modifiziert. Nach der Niederlage und SI wurden die Mäuse vor dem Test eine Stunde lang in den Testräumen eingewöhnt und alle Tests wurden unter schwachen Lichtbedingungen durchgeführt. Versuchsmäuse wurden in ihrem Heimkäfig gehalten, unter eine Ethovision-Kamera gestellt, 2–3 Minuten lang daran gewöhnt, wobei der verdrahtete Käfigdeckel entfernt wurde, und dann wurden Eindringlinge (Mäuse oder Gegenstände) in ihren Heimkäfig eingeführt und 5 Minuten lang frei interagieren gelassen ( Der RI-Test für die iDISCO+-Kohorte dauerte 10 Minuten, um die Fos-Expression maximal zu stimulieren. Die soziale Untersuchung umfasste den Umfang der aktiven Interaktion, einschließlich Annäherung, enges Verfolgen und Schnüffeln. Soziale Vermeidung wurde definiert als das Entkommen der Versuchsmaus vor einer jugendlichen Maus, wenn diese sich ihr näherte und sie untersuchte. Eine Geschwindigkeit von mehr als 20 cm s–1 galt als Flucht. SUS-Mäuse flüchteten typischerweise sofort mit Geschwindigkeiten von 20–65 cm s–1, um sozialen Begegnungen nach der Annäherung/Untersuchung der Jungtiere auszuweichen. Alle Versuchsmäuse, die aggressives Verhalten gegenüber Jungtieren zeigten (ca. 1 %), wurden von der Analyse ausgeschlossen. Alle RI-Verhaltensweisen wurden von den Experimentatoren blind bewertet.

Das zuvor veröffentlichte sCPP-Protokoll53 bestand aus drei Phasen: Vortest, soziale Konditionierung und Nachtest. Die Mäuse wurden vor der Konditionierung oder dem Test eine Stunde lang in den Testräumen eingewöhnt. Alle Phasen wurden unter Rotlicht- und schallgedämpften Bedingungen durchgeführt. Das CPP-Gerät (Med Associates) verfügt über eine neutrale Mittelzone, die einen unvoreingenommenen Zugang ermöglicht, und zwei Konditionierungskammern mit unterschiedlichen Wänden und Böden. Am Tag vor dem Test wurden die Mäuse in die mittlere Kammer eingeführt und durften sich 20 Minuten lang in allen drei Kammern der CPP-Box frei bewegen. Es wurden keine Gruppenunterschiede in der Voreingenommenheit für beide Kammern festgestellt, und die Konditionierungsgruppen wurden auf unvoreingenommene Weise ausbalanciert, um die Präferenz der Startseite zu berücksichtigen, wie zuvor beschrieben54. Die Konditionierungsphase bestand aus vier aufeinanderfolgenden Tagen mit zwei Konditionierungssitzungen pro Tag: Während der morgendlichen Paarsitzungen (08:00–12:00 Uhr) wurden Versuchsmäuse 15 Minuten lang mit einem neuen gleichgeschlechtlichen juvenilen C57BL/ in der zugewiesenen Kammer eingesperrt. 6J Eindringling; Während der ungepaarten Nachmittagssitzung (13:00–17:00 Uhr) wurden Mäuse 15 Minuten lang ohne soziales Ziel in die gegenüberliegende Kammer gebracht. Bei weiblichen sCPP wurden die Jungmäuse während der Konditionierung in einem Drahtgeflechtbecher eingesperrt, was unserer Meinung nach für die Bildung von CPP bei Weibchen notwendig war, wohingegen Männchen nur dann eine Präferenz bildeten, wenn sie außerhalb des Bechers frei mit dem Jungtier interagieren konnten. Alle Gruppen wurden für die Konditionierungskammer ausbalanciert. Am Tag nach dem Test wurden Versuchsmäuse in die mittlere Kammer des CPP-Geräts gesetzt und durften alle Kammern 20 Minuten lang frei erkunden. Zur Messung des CPP wurde die in einem der beiden Kontexte verbrachte Dauer herangezogen. Für chemogenetische Experimente wurde CNO während der gesamten Konditionierungssitzungen verabreicht. Die Verhaltensanalyse der sCPP-Daten wurde durchgeführt, indem (1) das subtrahierte CPP bewertet wurde (Dauer der Posttestphase in der Kammer mit Eindringlingspaar minus Testphasendauer in der Kammer ohne Eindringling, wobei nur das Verhalten der Testsitzung berücksichtigt wurde); und (2) Gruppen- und Einzeldauer sowohl in den Vortest- als auch in den Nachtestsitzungen.

Tests zur Erkennung neuartiger Objekte (NOR) und zur Objektlokalisierung wurden wie zuvor beschrieben durchgeführt55. Männliche Mäuse wurden vor dem Test eine Stunde lang im Testraum untergebracht und dann 10 Minuten lang in die Mitte eines leeren offenen Plexiglasfelds (45 cm (B) × 45 cm (T) × 38 cm (H)) unter schwachem Licht gestellt (Gewöhnungsphase). Zwanzig Minuten nach der Gewöhnungsphase wurden die Mäuse mit zwei Objekten (A und B) auf dasselbe offene Feld gesetzt und 10 Minuten lang erkunden gelassen. Anschließend wurden die Mäuse für 20 Minuten wieder in ihren Heimkäfig gesetzt, bevor sie wieder auf das offene Feld gesetzt wurden, wobei Objekt B durch ein neues Objekt, C, ersetzt wurde. Den Mäusen wurde erlaubt, die Umgebung 10 Minuten lang zu erkunden. Nach dem NOR-Test wurden die Mäuse für 20 Minuten in ihren Heimkäfig zurückgebracht, bevor sie auf das offene Feld zurückgebracht wurden, wo der Standort von Objekt A geändert und die für die Interaktion aufgewendete Zeit aufgezeichnet wurde. Die mit dem neuen bzw. vertrauten Objekt oder Ort verbrachte Zeit wurde von der Ethovision-Software aufgezeichnet und bewertet.

Das EPM wurde wie zuvor beschrieben11 durchgeführt. Männliche Mäuse wurden vor dem Test eine Stunde lang im Testraum untergebracht und dann 5 Minuten lang unter rotem Licht in die Mitte des Plexiglas-EPM gestellt. Jeder Arm des Labyrinths hatte eine Größe von 12 × 50 cm2. Das Verhalten wurde mit Noldus Ethovision (Noldus Interactive-Technologien) verfolgt. Gemessen wurde die Gesamtzeit, die in den offenen und geschlossenen Armen verbracht wurde.

Der Freilandtest wurde wie zuvor beschrieben11 durchgeführt. Männliche Mäuse wurden vor dem Test eine Stunde lang an den Testraum gewöhnt und dann 10 Minuten lang in der Mitte der Plexiglas-Arenen (44 × 44 × 35 cm3) unter rotem Licht platziert. Das Verhalten wurde mithilfe von Noldus Ethovision (Noldus Interactive-Technologien) verfolgt, um die zurückgelegte Gesamtstrecke sowie die in der Mitte (22 × 22 cm2) verbrachte Zeit im Vergleich zu den äußeren Zonen aufzuzeichnen.

Der Marmorvergrabungstest wurde wie zuvor beschrieben durchgeführt56. Männliche Mäuse wurden vor dem Test eine Stunde lang im Testraum untergebracht. Frische, nicht parfümierte Maiskolbeneinstreu von Mäusen (Tiefe 5 cm) wurde in Standard-Rattenkäfige (26 cm (B) × 48 cm (T) × 20 cm (H)) mit Filterabdeckungen gelegt, und ein weiterer Käfig wurde auf die Oberfläche gesetzt der Einstreu, um parallele Linien auf der Einstreuoberfläche zu erzeugen, die für die Marmorplatzierung verwendet werden könnten. Standard-Spielzeugmurmeln aus Glas (1,6 cm Durchmesser) wurden vorsichtig in fünf Viererreihen auf die Oberfläche der Einstreu gelegt. Die Murmeln wurden vor jedem Gebrauch in 70 %igem Ethanol gewaschen, in destilliertem Wasser gespült und getrocknet. Mäuse wurden in die Ecke des Käfigs eingeführt, um sie 30 Minuten lang zu erkunden, wobei der Filterdeckel auf dem Käfig abgedeckt war. Eine Murmel wurde als vergraben gewertet, wenn zwei Drittel ihrer Oberfläche mit Einstreu bedeckt waren. Ein zweitägiger, DREADD-manipulierter Marmorvergrabungstest wurde unter Verwendung eines In-Subjekt-Designs durchgeführt; Den Mäusen wurde entweder CNO oder Vehikel im Gegenzug verabreicht, und so erhielten sie am ersten Tag CNO oder Vehikel und am zweiten Tag die Alternative.

Die RTPP-Experimente wurden wie zuvor beschrieben durchgeführt54: Mäuse wurden in der Mitte einer Arena (44 cm (B) × 44 cm (T) × 35 cm (H)) mit einer zentralen Trennwand platziert und konnten sich 20 Minuten lang frei bewegen. Die auf jeder Seite verbrachte Zeit wurde mit Noldus Ethovision (Noldus Interactive-Technologien) aufgezeichnet. Während der ersten 10 Minuten des Tests wurde eine Seite des offenen Feldes mit 20-ms-Impulsen einer 15-Hz-Blaulichtstimulation (473 nm, 7–10 mW, 1 s an, 1 s aus) gepaart. Während der zweiten 10 Minuten des Tests erfolgte die Laserstimulation gepaart mit der gegenüberliegenden Seite der Arena; Dies geschah, um die inhärente Tendenz zu einer Seite der Arena zu minimieren. Zwischen den beiden Phasen lag ein Abstand von 1 Minute. Die Gesamtzeit, die auf der nicht stimulierten und stimulierten Seite verbracht wurde, wurde berechnet und analysiert.

Für die Immunhistochemie und iDISCO+ wurden Mäuse durch Injektion von 10 % Chloralhydrat eingeschläfert und transkardial mit eiskaltem 1 × PBS (pH 7,4) perfundiert, gefolgt von einer Fixierung mit kaltem 4 % Paraformaldehyd in 1 × PBS. Die Gehirne wurden 12 Stunden lang im gleichen Fixiermittel bei 4 °C nachfixiert. Für die Immunhistochemie wurden koronale Schnitte auf einem Vibratom (Leica) bei 50 μm angefertigt, um die Virusplatzierung zu beurteilen und für die Immunhistochemie. Für die ISH wurden Mäusegehirne schnell entnommen und 5–10 s lang in –30 °C Isopentan schockgefroren und dann bei –80 °C gehalten, bis sie mit einem Kryostaten (Leica) bei 15 μm geschnitten wurden. Mit AAV-Viren injizierte Tiere wurden mindestens 4 Wochen nach der Injektion perfundiert; Tiere, denen H129ΔTK-TT injiziert worden war, wurden 48 und 70 Stunden nach der Injektion perfundiert.

Für Fos IHC wurden die Schnitte 2 Stunden lang in Blockierungslösung (3 % normales Eselserum, 0,3 % Triton -10)) bei 4 °C. Die Schnitte wurden dann 3 × 20 Minuten lang in PBS gewaschen und in sekundärem Antikörper (Cy2 (Nr. 711-225-152), Cy3 (Nr. 711-165-152), Cy5 (Nr. 711-175-152) inkubiert. AffiniPure Donkey Anti-Rabbit IgG (H+L), 1:1.000 (Jackson ImmunoResearch)) für 2 Stunden bei Raumtemperatur, dann 3 × 20 Minuten in PBS gewaschen, bevor mit DAPI (1 μg mL–1, Sigma) gefärbt wird 20 Minuten. Anschließend wurden die Schnitte mit Eco-Mount (Biowissenschaften) montiert und abgedeckt (Fisher). Für die Fos-Analyse wurden eine 20-fache Vergrößerung und die Kachel-Scan-Funktion verwendet, um den gesamten interessierenden Bereich zu erfassen. Die Analyse Fos-positiver Zellen wurde mit Fiji (NIH)57 durchgeführt. Für repräsentative Bilder einer Virusinfektion wurden Bilder mit 10-facher Vergrößerung mithilfe der Kachel-Scan-Funktion aufgenommen. Für die ISH wurden RNAscope Multiplex Fluorescent Kits (Advanced Cell Diagnostics) gemäß den Anweisungen des Herstellers verwendet. Kurz gesagt, frisch gefrorene Gehirne wurden mit einer Dicke von 15 μm auf einem Objektträger montiert, 15 Minuten lang in kaltem 4 % PFA fixiert und nacheinander jeweils 2 Minuten lang mit 50, 70 und 100 % EtOH/H2O dehydriert, gefolgt von 20 Minuten Protease IV (RNAscope). Behandlung. Proprietäre Sonden (Advanced Cell Diagnostics) für Fos (316921, Zugangsnummer NM_010234.2); Sst (404631-C2, Zugangsnr. NM_009215.1), Gad67 (400951-C2, Zugangsnr. NM_008077.4), Oxtr (412171-C2, Zugangsnr. NM_001081147.1), Drd3 (447721-C, Zugangsnr . NM_007877.1) oder Crhr2 (413201-C2, Zugangsnummer NM_009953.3); Nt (420441-C3, Zugangsnummer NM_024435.2) wurden 2 Stunden lang bei 40 °C hybridisiert und dann einer Reihe von Amplifikationsschritten bei 40 °C unterzogen (1-FL, 30 Min.; 2-FL, 15 Min.; 3 -FL, 30 Min.; 4-FL, 15 Min.). Für den vierten Amplifikationsschritt wurde Reagenz Alt-A verwendet, wobei Kanal 1 bei 488 nm, Kanal 2 bei 550 nm und Kanal 3 bei 647 nm lag. Abschließend wurden die Objektträger 1 Minute lang mit DAPI behandelt und sofort mit Eco-Mount abgedeckt. Alle Schnitte wurden mit einem konfokalen Zeiss LSM 780-Mikroskop abgebildet. Zellen und Fos aus allen ISH- und IHC-Bildern wurden gruppenübergreifend blind gezählt.

Das iDISCO+-Färbeprotokoll wurde von http://www.idisco.info geändert. Fixierte ganze Gehirne wurden mit dem primären Fos-Antikörper (Nr. 226003, 1:1.000, Synaptic Systems) und dem sekundären Esel-Anti-Kaninchen-IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 647 (Nr. A-31573), inkubiert , 1:1.000, Thermo Fisher Scientific) für jeweils 7 Tage. Für das sagittale Scannen der Hälfte des Gehirns wurde ein LaVision-Lichtblattmikroskop mit Zoomkörper mit dynamischem Fokus und einer Schrittgröße von 4 µm verwendet. Geklärte Gehirne wurden wie zuvor beschrieben mit ClearMap12 verarbeitet. Fos+-Zellen wurden mithilfe des Zelldetektionsmoduls quantifiziert, wobei die Zelldetektionsparameter basierend auf den Intensitäts- und Formparametern des Signals optimiert und validiert wurden. Der Autofluoreszenzkanal wurde mithilfe der Elastix-Toolbox an das Common Coordinate Framework des Allen Institute angepasst. Gehirnbereiche wurden in ihre übergeordnete Region kollabiert (zum Beispiel wurden das rostroventrale, das caudodorsale und das ventrale laterale Septum zum „lateralen Septumkern“ zusammengefasst). Diese Entscheidungen wurden vor der Analyse getroffen. Um die Zellzahlen bei RES- und SUS-Tieren zu vergleichen, wurde eine negative binomiale Regression unter Verwendung der glm.nb-Funktion aus dem MASS-Paket in R angewendet. Die Gruppenklassifizierungen wurden dummy-codiert (0 für die SUS-Gruppe und 1 für die RES-Gruppe). Die Maximum-Likelihood-Koeffizienten α und β wurden durch iterative Neugewichtung der kleinsten Quadrate bestimmt. Ein signifikantes β bedeutet, dass der Gruppenstatus mit der Zellzahl im angegebenen interessierenden Bereich zusammenhängt. Die Z-Werte in Extended Data Abb. 2i entsprechen diesem β-Koeffizienten, normalisiert durch seine Stichprobenstandardabweichung. Die P-Werte wurden für mehrere Vergleiche mithilfe des Benjamini-Hochberg-Verfahrens korrigiert, um die Rate falscher Entdeckungen zu verringern. Q-Werte unter 0,05 wurden als signifikant angesehen.

Nt-Cre-Mäuse (4–5 Wochen alt) wurden durch intraperitoneale Injektion mit einer Mischung aus Ketamin-HCl (100 mg kg–1) und Xylazin (10 mg kg–1) anästhesiert und auf einem stereotaktischen Instrument (David Kopf Instruments) positioniert. Im LS (von Bregma: AP +0,7 mm; ML ±0,4 mm; DV –3,0 mm) wurden 0,5 μl Virus bilateral mit 33-Gauge-Hamilton-Nadeln über 5 Minuten infundiert, wobei die Nadeln nach der Injektion 5 Minuten lang an Ort und Stelle belassen wurden . Für die DREADD-Virusabgabe 0,5 μl AAV8-hSyn-DIO-hM3D-mCherry (2,0 × 1012 vg ml–1, Nr. 44361-AAV8, Addgene), AAV9-hSyn-DIO-hM4D-mCherry (2,0 × 1012 vg ml). –1, Nr. 44362-AAV9, Addgene) oder AAV9-hSyn-DIO-mCherry (2,0 × 1012 vg mL–1, Nr. 50459-AAV9, Addgene) wurde in den LS injiziert. Für die anterograde Verfolgung 0,5 μl AAV9-hSyn-DIO-EYFP (2,0 × 1012 vg ml–1, Nr. 50457-AAV9, Addgene) oder 0,15 μl H129ΔTK-TT (4,0 × 109 vg ml–1, Center for Neuroanatomy). mit neurotropen Viren) wurde einseitig in den LS injiziert. Zur retrograden Verfolgung von LS-Downstream-Regionen wurden 0,5 μl retrogrades AAV-DIO-EGFP/tdTomato (2,0 × 1012 vg mL–1, Nr. 50457-AAVrg und 28306-AAVrg, Addgene) in den medialen Teil des NAc injiziert ( aus Bregma: AP +1,5 mm; ML ±0,5 mm; DV −4,4 mm), AHN (aus Bregma: AP −0,7 mm; ML ±0,5 mm; DV −5,0 mm) oder PAG (aus Bregma: AP −4,2 mm; ML ±0,2 mm; DV −2,5 mm). Für die CTB-Injektion wurden 0,5 μl Alexa Fluor 488-konjugierte Choleratoxin-Untereinheit B (1,0 mg mL–1, Nr. C-34775, Thermo Fisher) in das NAc injiziert (aus Bregma: AP +1,5 mm; ML ±0,5 mm). ; DV −4,4 mm), 0,5 μL Alexa Fluor 555-konjugierte Choleratoxin-Untereinheit B (1,0 mg mL–1, Nr. C-34776, Thermo Fisher) wurden in das AHN injiziert (von bregma: AP −0,7 mm; ML). ±0,5 mm; DV −5,0 mm) und 0,5 μl Alexa Fluor 647-konjugierte Choleratoxin-Untereinheit B (1,0 mg mL–1, Nr. C-34778, Thermo Fisher) wurden in den PAG (von Bregma: AP −4,2) injiziert mm; ML ±0,2 mm; DV −2,5 mm). Für die Optogenetik: 0,5 μl AAV9-EF1a-DIO-EYFP (3,0 × 1012 vg ml–1, Nr. 27056-AAV9, Addgene), AAV9-Ef1a-DIO eNpHR3.0-EYFP (3,0 × 1012 vg ml–1, Nr. 26966-AAV9, Addgene) oder AAV9-EF1a-DIO-ChR2-EYFP (3,0 × 1012 vg mL–1, Nr. 20298-AAV9, Addgene) wurde entweder in die LS (Zellkörperstimulation) oder nachgeschaltete Regionen injiziert ( terminale Stimulation). Für die CreOff-Virusinjektion AAV-EF1a-Flpo (2,0 × 1012 vg ml–1, Nr. 55637-AAV1, Addgene) und AAV-nEF-Coff/Fon-ChR2(ET/TC)-EYFP (2,0 × 1012 vg ml). –1, Nr. 137141-AAV8, Addgene) wurden 1:1 gemischt und in den LS injiziert. Alle AAV-Injektionen wurden 3 Wochen vor Perfusions- oder Verhaltensexperimenten durchgeführt. Für Aggressoren, die in weiblichem CSDS verwendet werden, haben wir das VMHvl von ERα-Cre F1-Mäusen wie zuvor beschrieben ins Visier genommen11,58. Für FP wurden 0,5 μl AAV9-CAG-FLEX-G6s/EGFP-Virus (2,0 × 1012 vg ml–1, Nr. 100842-AAV9, 51502-AAV9 Addgen) einseitig in den LS injiziert. Für optogenetische (ChR2) und FP-Experimente wurden Kanülen (ChR2: MFC_200/240-0,22_3mm_MF1,25_FLT; FP: MFC_200/250-0,57_3mm_MF1,25_FLT) gleichzeitig mit der Virusabgabe implantiert (für LS local wurden Fasern implantiert). 0,2 mm über der Injektionsstelle). Für optogenetische (ChR2 und eNpHR3.0) Experimente zur NTLS-terminalen Stimulation wurden Kanülen (MFC_200/240-0.22_MF1.25_FLT, 5 mm für NAc/AHN, 3 mm für PAG) in den NAc implantiert (von Bregma: AP +1,5). mm; ML ±1,5 mm; DV −4,4 mm, 15° Winkel), der AHN (von Bregma: AP −0,7 mm; ML ±1,5 mm; DV −4,8 mm, 10° Winkel) oder PAG (von Bregma: AP −). 4,2 mm; ML ±0,2 mm; DV −2,3 mm). Zur sicheren Fixierung der optischen Faser wurde Zahnzement (Grip-Zement; Dentsply) auf den Schädel und um die Fasern aufgetragen.

Bei ERα-Cre-Mäusen (verwendet für weibliches CSDS) wurde CNO (1 mg kg–1, Tocris) 30 Minuten vor CSDS11 intraperitoneal verabreicht. Für OFT-, EPM- und Marmorvergrabungs-, SI- und RI-Tests wurde CNO 30 Minuten vor dem Test verabreicht; Für sCPP wurde CNO 30 Minuten vor jeder Konditionierungssitzung verabreicht.

Für die Stimulation mit blauem (ChR2) und orangem (eNpHR3.0) Licht wurden optische Fasern (BFP(2)_200/220/900-0.22_4m_FCM-2xMF1.25, Doric Lenses) entweder mit einer blauen 473-nm-Laserdiode (Nr . BCL-473-050-M, Crystal Laser) oder eine 589 nm orange Laserdiode (Nr. MGL-III-589-50mW, Opto Engine LLC) unter Verwendung eines Patchkabels mit einem FC/PC-Adapter (Nr. MFP_200/240). /900-0.22_4m_FC-MF1.25, dorische Linsen). Ein Funktionsgenerator (Nr. 33220A, Agilent Technologies) wurde verwendet, um 20 ms lange Blaulichtimpulse bei 15 Hz, 1 s an/1 s aus, für alle ChR2-Experimente zu erzeugen. Während des 5-minütigen Resident-Intruder-Tests wurde für eNpHR3.0-Experimente konstantes orangefarbenes Licht verwendet. Für sCPP-Studien wurde orangefarbenes Licht in einem Muster von 4 Minuten an/1 Minute aus abgegeben. Die Intensität des an das Gehirn abgegebenen Lichts betrug 7–10 mW. Diese Parameter stimmen mit zuvor validierten und veröffentlichten Protokollen überein24. Für alle optogenetischen Tests wurden Versuchsmäuse vor dem Test in RI zwei Tage lang an Patchkabel gewöhnt. Für RI-Experimente wurden Mäuse über 2 Tage hinweg unter Laser-Ein- und -Aus-Bedingungen getestet. Für soziale CPP-Tests wurde während der sozialen Konditionierungssitzung Licht bereitgestellt. Für den RTPP-Test wurde die Blaulichtabgabe durch TTL von Noldus Ethovision (Noldus Interactive Technologies) gesteuert.

AAV9-hSyn-DIO-EYFP (0,5 μl, 2,0 × 1012 vg ml–1, Addgene) wurde bilateral in den LS von 4 Wochen alten männlichen Nt-Cre-Mäusen injiziert. Zwei bis drei Wochen nach der Injektion wurden die Mäuse einer CSDS unterzogen. Vor der Schnittvorbereitung wurden alle Mäuse 5 Minuten lang einem 4–6 Wochen alten, gleichgeschlechtlichen jugendlichen Eindringling ausgesetzt. Etwa 20 Minuten nach dem RI-Test wurden die Mäuse mit Isofluran betäubt. Das Gehirn wurde schnell extrahiert und koronale Schnitte (250 µm) mit einem Compresstome (Nr. VF-210-0Z, Precisionary Instruments) in kalter (0–4 °C) künstlicher Liquor cerebrospinalis (SB-aCSF) auf Saccharosebasis geschnitten, die ( in mM): 87 NaCl, 2,5 KCl, 1,25 NaH2PO4, 4 MgCl2, 23 NaHCO3, 75 Saccharose und 25 Glucose. Nach 60 Minuten bei 32 °C zur Erholung wurden die Schnitte in sauerstoffhaltigem (95 % CO2/5 % O2) aCSF gehalten, das (in mM) enthielt: 130 NaCl, 2,5 KCl, 1,2 NaH2PO4, 2,4 CaCl2, 1,2 MgCl2, 23 NaHCO3 und 11 Glukose für den Rest des Tages bei Raumtemperatur aufbewahrt und in eine Aufzeichnungskammer überführt, die kontinuierlich mit 2–3 ml/min mit sauerstoffhaltigem aCSF perfundiert wird. Patchpipetten (4–7 MΩ) wurden mit einem Mikropipettenzieher (Nr. P-97, Sutter Instruments) aus dünnwandigem Borosilikatglas gezogen und mit einer Intrapipettenlösung auf K-Gluconat (KGlu)-Basis gefüllt, die (in mM) enthielt: 116 KGlu, 20 HEPES, 0,5 EGTA, 6 KCl, 2 NaCl, 4 ATP und 0,3 GTP und 2 mg mL–1 Biocytin (pH-Wert auf 7,2 eingestellt). Die Zellen wurden unter Verwendung eines aufrechten Mikroskops mit einer IR-DIC-Linse sichtbar gemacht und mit einer weißen Lichtquelle (Scientifica) beleuchtet. Eine 470-nm-LED-Beleuchtung (Nr. pE-300ultra, gekühlt) durch das Mikroskopobjektiv wurde zur Visualisierung von eYFP+-Zellen verwendet (unter Verwendung eines Bandpassfilterwürfels, Olympus). Die Erregbarkeit wurde im Stromklemmenmodus durch Injektion inkrementeller Stromschritte (0–100 pA, +10 pA bei jedem Schritt) gemessen. Zur Aufzeichnung optisch hervorgerufener inhibitorischer postsynaptischer Ströme (oIPSCs) wurde AAV9-EF1a-DIO-ChR2-eYFP (0,5 µL, 3,0 × 1012 vg mL–1, Addgene) bilateral in den LS von 4 Wochen alten männlichen Nt- injiziert. Cre-Mäuse. 5–8 Wochen nach der Injektion wurden koronale Hirnschnitte von NAc/AHN wie oben beschrieben hergestellt und NAc/AHN-Neuronen im Spannungsklemmenmodus unter Verwendung einer internen Lösung aufgezeichnet, die (in mM) enthielt: 120 Cs-Methansulfonat, 10 HEPES, 10 Na-Phosphokreatin, 8 NaCl, 5 TEA-Cl, 4 Mg-ATP, 1 QX-314, 0,5 EGTA und 0,4 Na-GTP. NTLS-Terminals wurden durch das Mikroskop-x40-Objektiv stimuliert (15 Hz, 5 ms pro Impuls, 470 nm; Nr. pE-300ultra, CoolLed). oIPSCs wurden bei 0 mV in Gegenwart von Tetrodotoxin (TTX, 1 μM, Tocris) aufgezeichnet, um monosynaptische Effekte zu untersuchen. oIPSCs wurden durch Badanwendung von Gabazin (Nr. SR-95531, 10 μM, Tocris) blockiert, was die GABAerge Natur des synaptischen Kontakts bestätigte. Ganzzellaufzeichnungen wurden mit einem Patch-Clamp-Verstärker (Axoclamp 200B, Molecular Devices) durchgeführt, der an ein Digidata 1550 LowNoise-Erfassungssystem (Molecular Devices) angeschlossen war. Die Signale wurden tiefpassgefiltert (Bessel, 2 kHz) und mit der Datenerfassungssoftware pClamp 11 (Molecular Devices) bei 10 kHz gesammelt. Elektrophysiologische Aufzeichnungen wurden mit Clampfit (Molecular Devices) extrahiert und analysiert. Alle Gruppen wurden durch Tage nach der Niederlage ausgeglichen. Alle Aufnahmen wurden blind gegenüber den experimentellen Bedingungen durchgeführt.

Die Faserphotometrie wurde gemäß dem Neurophotometrics-Handbuch und den veröffentlichten Protokollen durchgeführt59. An der implantierten Kanüle wurde ein Glasfaser-Patchkabel (Nr. MFP_200/240/900-0,48_3m_FC-MF1,25, Doric Lenses) mit kubischen Zirkonoxidhülsen befestigt, die mit dunklen, schrumpfbaren Schläuchen bedeckt waren. Das andere Ende des Glasfaserkabels war mit einem LED-Anschluss von Neurophotometrics verbunden. Zur Steuerung des Systems kam das Open-Source-Programm Bonsai zum Einsatz; Für die GCaMP6s-Signal- und Autofluoreszenzmessung wurden 470- und 415-nm-LED-Lichter verwendet. Das Licht an der Faserspitze reichte von 40 bis 80 μW und war über alle Versuche hinweg an den Testtagen konstant. Die gleichzeitige Aufzeichnung von 40 fps auf den 470- und 415-nm-Kanälen wurde Phase für Phase erreicht und über Bonsai visualisiert. Drei Wochen nach der Virusinjektion und der Zwingenimplantation, als die Mäuse etwa acht Wochen alt waren, wurden sie CSDS und SI unterzogen; Anschließend wurden sie zwei Tage lang an das Patchkabel gewöhnt und die Ca2+-Fluoreszenz wurde während des RI-Tests, der sozialen CPP-Konditionierungssitzung sowie der Stress- und Lebensmittelbelohnungstests aufgezeichnet. Sobald die Mäuse mit dem Gerät verbunden waren, durften sie sich vor dem Start 3–5 Minuten lang ausruhen und daran gewöhnen. Für den RI-Test haben wir die Ca2+-Fluoreszenz während 2 Minuten Basisaktivität ohne Eindringling aufgezeichnet, gefolgt von 5 Minuten Exposition gegenüber Eindringlingen. Die Essensbelohnung wurde auf freiem Feld durchgeführt und Erdnussbutterbecher wurden in der Arena in der Nähe der Ecken platziert. Alle Essensbeißereignisse wurden manuell bewertet. Für die Signalanalyse wurde die benutzerdefinierte MATLAB-Codierung verwendet. Der 415-nm-Kanal diente als Kontrollkanal und wurde vom GCaMP6s-Kanal subtrahiert, um Autofluoreszenz-, Bleich- und Bewegungseffekte zu eliminieren. Die Änderung der Fluoreszenz (ΔF/F) wurde als Prozentsatz des mittleren Fluoreszenzsignals des GCaMP6s-Signals berechnet. Im Allgemeinen hatten diese Bewegungsartefakte nur sehr geringe Auswirkungen auf das gesamte GCaMP6s-Signal. Verhaltensdaten wurden mit Fluoreszenzaufzeichnungsdaten abgeglichen, indem Verhaltensvideobilder durch GCaMP6s-Signalbilder geteilt wurden. Zur Analyse der LS-GCaMP6s-Aktivität während diskreter Verhaltensweisen im RI-Test wurden die durchschnittlichen ΔF/F (%) in den 2 Sekunden vor und nach einem diskreten Ereignis (passive soziale Untersuchung) verglichen. Es wurde festgestellt, dass eine passive soziale Untersuchung zum Zeitpunkt des vom Eindringling initiierten passiven sozialen Ansatzes stattfinden sollte.

Alle statistischen Details finden Sie in den Legenden der Abbildungen, einschließlich der Art der verwendeten statistischen Analyse, P-Werte, n, was n darstellt, Freiheitsgrade und t- oder F-Werte. Alle t-Tests, die einfaktorielle ANOVA und die wiederholte zweifaktorielle ANOVA wurden mit der GraphPad Prism-Software (GraphPad Software Inc.) durchgeführt. Auf die einfaktorielle ANOVA-Analyse folgte der Mehrfachvergleichstest von Tukey, und auf die zweifaktorielle ANOVA-Analyse mit wiederholten Messungen folgte der Mehrfachvergleichstest nach Šídák. Statistisch signifikante Unterschiede sind in jeder Abbildung angegeben (*P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001). Detaillierte P-Werte finden Sie unter Quelldaten. Analysen der Fos-Färbung, ISH-Daten und Verhaltensvideos während des RI-Tests wurden blind gegenüber den Versuchsbedingungen durchgeführt. Die Probengrößen wurden gemäß früheren Experimenten ausgewählt. Für erweiterte Datentabellen und die Ergänzungstabelle wurden die P-Werte für mehrere Vergleiche mithilfe des Benjamini-Hochberg-Verfahrens korrigiert, um die Rate falscher Entdeckungen zu verringern. Q-Werte unter 0,05 wurden für alle Extended Data-Tabellen als signifikant angesehen.

Abbildung 2c und erweiterte Daten Abb. 3i wurden in drei separaten Kohorten pro Geschlecht wiederholt, wobei alle ähnliche Ergebnisse zeigten. Abbildung 5a,b (rechts) wurde in drei separaten männlichen Kohorten (n = 6) und in einer weiblichen Kohorte (n = 2) wiederholt, wobei alle ähnliche Ergebnisse zeigten. Erweiterte Daten Abb. 3j wurde bei beiden Geschlechtern zweimal wiederholt, wobei beide ähnliche Ergebnisse zeigten. Erweiterte Daten Abb. 6a wurde in vier separaten Kohorten beiderlei Geschlechts wiederholt, wobei alle ähnliche Ergebnisse zeigten. Erweiterte Datenabbildungen. 8a,d (rechts) und 10e wurden nur bei Männern zweimal wiederholt, wobei beide Kohorten ähnliche Ergebnisse zeigten. Erweiterte Daten Abb. 8b wurde dreimal wiederholt, wobei alle ähnliche Ergebnisse zeigten.

Schematische Darstellung der Hirnschnitte in den Abb. 2g,i,j, 3a, 4a und 5a,b und erweiterte Datenabbildungen. 4d,f,g, 7c, 8a,b,d und 10d wurden aus der Allen Brain Atlas Reference mit Adobe Illustrator übernommen.

Weitere Informationen zum Forschungsdesign finden Sie in der mit diesem Artikel verlinkten Nature Portfolio Reporting Summary.

Alle Rohdaten für Tierverhalten, ISH und IHC sind als Quelldatendateien verfügbar. Die Allen Brain Atlas ISH-Datenbank wurde verwendet, um nach potenziellen molekularen Markern bei LS zu suchen.

Der gesamte MATLAB-Code für die Ca2+-Bildanalyse und der Python-Code für die iDISCO+-Analyse können von Github (https://github.com/nyclong/2021-07-11642-Nature.git) bezogen werden.

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Referenzen herunterladen

Wir danken A. Smith für Hilfe beim iDISCO+-Protokoll und der ClearMap-Analyse, M. Flanigan für Ratschläge zur Validierung des sCPP-Tests, N. Tzavaras, K. Cialowicz und G. Doherty vom Mount Sinai Microscopy CoRE für Hilfe bei der Lichtblattbildgebung und N . Rome und S. Gaydos für ihre Hilfe beim Brain Slicing. Diese Forschung wurde durch Zuschüsse der US National Institutes of Health unterstützt. R01MH114882, R01MH127820, R01MH104559, R01MH120514 und R01MH120637 (SJR), Brain & Behavior Research Foundation (Nr. 30233 an LL, Nr. 29104 an FC und Nr. 29699 an CM), Canadian Institutes of Health Research (Nr. 201811MFE-4). 14896- 231226 an KLC) und NIH Virus Center (Fördernummer P40 OD010996).

Nash Family Department of Neuroscience, Icahn School of Medicine am Mount Sinai, New York, NY, USA

[PubMed] Long Li, Romain Durand-de Cuttoli, Antonio V. Aubry, C. Joseph Burnett, Flurin Cathomas, Lyonna F. Parise, Kenny L. Chan, Yusuke Shimo und Scott J. Russo

Friedman Brain Institute, Icahn School of Medicine am Mount Sinai, New York, NY, USA

[PubMed] Long Li, Romain Durand-de Cuttoli, Antonio V. Aubry, C. Joseph Burnett, Flurin Cathomas, Lyonna F. Parise, Kenny L. Chan, Carole Morel, Chongzhen Yuan, Yusuke Shimo, Hsiao-yun Lin, Jun Wang & Scott J. Russo

Abteilung für Pharmakologische Wissenschaften, Icahn School of Medicine am Mount Sinai, New York, NY, USA

Carole Morel

Abteilung für Neurologie, Icahn School of Medicine am Mount Sinai, New York, NY, USA

Chongzhen Yuan, Hsiao-yun Lin und Jun Wang

James J Peters VA Medical Center, Forschung und Entwicklung, New York, NY, USA

Chongzhen Yuan, Hsiao-yun Lin und Jun Wang

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LL und SJR konzipierten das Projekt. Die Operationen wurden von LL, LFP, CM und RDC durchgeführt. Die Gewebevorbereitung wurde von LL, CJB, FC, LFP, KLC, YS und H.-YL durchgeführt. IHC/FISH, mikroskopische Bildgebung/Analyse, Erfassung und Analyse von Faserphotometriedaten wurden durchgeführt von LL Verhaltensexperimente wurden von LL und CY durchgeführt. Elektrophysiologieexperimente wurden von RDC durchgeführt. iDISCO+-Verfahren wurden von LL durchgeführt. iDISCO+-Daten wurden von AVAJW analysiert, lieferten intellektuellen Input und redigierten das Manuskript. Die Ergebnisse wurden von LL, RDC, AVA und SJR analysiert und interpretiert. Das Manuskript wurde von LL, RDC, AVA und SJR verfasst und von allen Autoren bearbeitet.

Korrespondenz mit Scott J. Russo.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Nature dankt Dayu Lin, Moriel Zelikowsky und den anderen, anonymen Gutachtern für ihren Beitrag zum Peer-Review dieser Arbeit. Peer-Reviewer-Berichte sind verfügbar.

Anmerkung des Herausgebers Springer Nature bleibt hinsichtlich der Zuständigkeitsansprüche in veröffentlichten Karten und institutionellen Zugehörigkeiten neutral.

a–f, SUS-Mäuse zeigen ein höheres Eckenverhältnis (einfache ANOVA, weiblich, F (2, 31) = 29,62, P < 0,0001, n = 10 (STRG), 12 (RES), 12 (SUS) (a) , Männer, F (2, 46) = 17,58, P < 0,0001, n = 10 (CTRL), 13 (RES), 26 (SUS) (d)), während keine Defizite bei der Bewegungsaktivität auftreten (einfaktorielle ANOVA, weiblich). , F (2, 31) = 0,8416, P = 0,4406 (b), Männer, F (2, 46) = 0,8416, P = 0,4376, (e)) während des SI-Tests und mit längerer Latenz bis zum ersten sozialen Kontakt (Ein- Weg-ANOVA, weiblich, F (2, 31) = 8,399, P = 0,0012, (c), männlich, F (2, 46) = 16,63, P < 0,0001, (f)) während des RI-Tests. g-l, Korrelation zwischen SI-Verhältnis und sozialer Untersuchungszeit (weiblich, R2 = 0,1728, P = 0,0145 (g), männlich, R2 = 0,1958, P = 0,0015 (j)), soziale Vermeidung (weiblich, R2 = 0,3399, P = 0,0003 (h), männlich, R2 = 0,1847, P = 0,0021 (k)) und Latenz bis zum ersten sozialen Kontakt (weiblich, R2 = 0,1464, P = 0,0255 (i), männlich, R2 = 0,1366, P = 0,0090 (l )). m–r, Korrelation zwischen CPP-Score und sozialer Untersuchungszeit (weiblich, R2 = 0,2818, P = 0,0012 (m), männlich, R2 = 0,1533, P = 0,0054 (p)), soziale Vermeidung (weiblich, R2 = 0,1995, P = 0,0081 (n), männlich, R2 = 0,0911, P = 0,0351 (q)) und Latenz bis zum ersten sozialen Kontakt (weiblich, R2 = 0,3065, P = 0,0007 (o), männlich, R2 = 0,0318, P = 0,2200 (r )). s, Subtrahierter CPP-Score verschiedener Stadien des weiblichen Östruszyklus zeigen, dass das Stadium des Zyklus keinen Einfluss auf die soziale CPP-Bildung hat (Einfaktorielle ANOVA, F (3, 20) = 0,5148, P = 0,6768, n = 4 (Proöstrus), 6 (Östrus), 4 (Metestrus), 10 (Diestrus)). t, Subtrahierter CPP-Score verschiedener sozialer Ziele für den sozialen CPP von Frauen. u, Verteilung verschiedener Verhaltensparameter von CTRL-, RES- und SUS-Tieren. ns, nicht signifikant. * P < 0,05, ** P < 0,01, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. Alle Daten werden als Mittelwert ± Standardabweichung ausgedrückt

Quelldaten

a, Schematische Darstellung des Novel Object Recognition (NOR)-Tests und des Novel Location Test (NLT). b, Untersuchungszeit für neuartige Objekte (Einfaktorielle ANOVA, F (2, 29) = 3,041, P = 0,0633, n = 10 (STRG), 9 (RES), 13 (SUS)) und c, Untersuchungszeit für neuartige Standorte ( Einfaktorielle ANOVA F (2, 29) = 0,5601, P = 0,5772). d, Schematische Darstellung der Testreihenfolge für umgekehrtes Verhalten. e, Subtrahierter CPP-Score (Einfaktorielle ANOVA, F (2, 22) = 3,984, P = 0,0334), soziale Untersuchungszeit (F (2, 22) = 8,267, P = 0,0021), soziale Vermeidung (F (2, 22) = 9,919, P = 0,0008) und SI-Verhältnis (F (2, 22) = 18,32, P < 0,0001, n = 8 (STRG), 7 (RES), 9 (SUS). f, g, Sozialverhaltensparameter nach Gruppierung nach CPP-Score, (f) Frauen, SI-Verhältnis (zweiseitiger t-Test, t = 1,660, df = 32, P = 0,1067), soziale Untersuchungszeit (t = 3,788, df = 32, P = 0,0006) , soziale Vermeidung (t = 3,001, df = 32, P = 0,0052), Latenz (t = 3,204, df = 32, P = 0,0031), n ​​= 11 (CPP-), 23 (CPP+). (g) Männer, SI-Verhältnis (zweiseitiger t-Test, t = 2,298, df = 47, P = 0,0261), soziale Untersuchungszeit (t = 2,868, df = 47, P = 0,0062), soziale Vermeidung (t = 2,545, df = 47 , P = 0,0143), Latenz (t = 1,438, df = 47, P = 0,1570), n = 21 (CPP-), 28 (CPP+). ns, nicht signifikant, * P < 0,05, ** P < 0,01, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. Alle Daten sind als Mittelwert ± Sem ausgedrückt

Quelldaten

a–d, SI-Verhältnis weiblicher iDISCO+-Gruppen (einfache ANOVA, F (2, 27) = 22,25, P < 0,0001, n = 8 (STRG), 11 (RES), 11 (SUS)) (a), soziale Untersuchungszeit (einfaktorielle ANOVA, F (2, 27) = 20,24, P < 0,0001) (b), soziale Vermeidung (einfaktorielle ANOVA, F (2, 27) = 7,747, P = 0,0022) (c) und Latenz bis zum ersten sozialen Kampf (Einfaktorielle ANOVA, F (2, 27) = 6,075, P = 0,0066) (d). e – h, SI-Verhältnis männlicher iDISCO+-Gruppen (einfache ANOVA, F (2, 25) = 13,85, P < 0,0001, n = 9 (STRG), 11 (RES), 8 (SUS)) (e), soziale Untersuchungszeit (einfaktorielle ANOVA, F (2, 25) = 14,07, P < 0,0001) (f), soziale Vermeidung (einfaktorielle ANOVA, F (2, 25) = 38,76, P < 0,0001) (g) und Latenz bis zum ersten sozialen Kampf (Einfaktorielle ANOVA, F (2, 25) = 7,370, P = 0,0030) (h). i, ClearMap cFos-Erkennungsüberprüfung zeigt Anmerkungen (grüne Punkte), die mit dem cFos-Signal (rote Kerne) übereinstimmen. j, Verifizierung der cFos-Färbung im Gehirnschnitt bei Männern, die zeigt, dass sich die meisten cFos+-Zellen im lateralen Teil des lateralen Septums befinden. k, Statistik von LS cFos während des RI-Tests nach CSDS bei Männern (ungepaarter zweiseitiger t-Test, CTRL, t4 = 1,434, P = 0,2248, n = 3 pro Gruppe, RES, t4 = 1,957, P = 0,1219, n = 3 pro Gruppe, SUS, t9 = 4,429, P = 0,0016, n = 5 (Objekt), 6 (Eindringling)). ns, nicht signifikant, * P < 0,05, ** P < 0,01, *** P < 0,001, **** P < 0,0001. Alle Daten werden als Mittelwert ± SEM-Maßstab, 100 μm ausgedrückt.

Quelldaten

a, Verhältnis von Nt+cFos+ /Nt+ (492 von 520 Neuronen) und Nt+cFos+ /cFos+ (492 von 496 Neuronen) in LS von SUS-Mäusen. b,c, Multiplex ISH zeigt die Kolokalisierung von Nt und Gad2 im vorderen, mittleren und hinteren LS (b) zeigt, dass die meisten Neurotensin-Neuronen GABAerge Neuronen sind (c). (n = 3 Scheiben pro Maus, n = 3 Mäuse pro Gruppe, Maßstabsleiste, 100 μm). d,e, Multiplex ISH zeigt Nt- und Crhr2-Kolokalisation im LS (d) zeigt, dass Nt-Neuronen und Crhr2-Neuronen im vorderen und mittleren Teil des LS weitgehend überlappen, im hinteren Teil des LS jedoch eine sehr geringe Kolokalisierung zeigen (e). (n = 3 Scheiben pro Maus, n = 3 Mäuse pro Gruppe, Maßstabsleiste, 100 μm). f, g, Multiplex ISH zeigt, dass Nt und Drd3 im LS nicht überlappen (n = 3 Scheiben pro Maus, n = 3 Mäuse pro Gruppe, Maßstabsbalken, 50 μm). h, i, Multiplex ISH zeigt Nt und Oxtr mit sehr geringer Überlappung im LS (n = 3 Scheiben pro Maus, n = 3 Mäuse pro Gruppe, Maßstabsbalken, 50 μm). j, Konfokale Bilder der Sst- und cFos-Expression in CTRL-, RES- und SUS-Mäusen nach dem RI-Test. k, Vergleich von Sst+ cFos+ Neuronen zwischen den drei Gruppen (Einfaktorielle ANOVA, F (2, 9) = 4,780, P = 0,0385, n = 4 pro Gruppe, Maßstabsbalken, 100 μm). l, Vergleich von Nt− cFos+-Neuronen zwischen weiblichen CTRL-, RES- und SUS-Mäusen (Einfaktorielle ANOVA, F (2, 6) = 0,2755, P = 0,7683, n = 3 pro Gruppe) und Männern (F (2, 10) = 4,980, P = 0,0316, n = 3–6). ns, nicht signifikant, * P < 0,05. Alle Daten werden als Mittelwert ± Standardabweichung ausgedrückt

Quelldaten

a, Charakterisierung von Ex-vivo-Elektrophysiologieparametern, gemessen in NTLS-Neuronen nach CSDS in SUS- und RES-Mäusen. Von links nach rechts: Balkendiagramm des durchschnittlichen Ruhemembranpotentials pro Neuron (mittlerer SUS = −67,49 mV +/− 0,975 mV, n = 55 mit 4–8 Neuronen/Maus; mittlerer RES = −61,62 mV +/− 1,73 mV, n = 19 mit 4–7 Neuronen/Maus; zweiseitiger Welch-t-Test, P = 0,0059). Kein Unterschied in der Aktionspotentialschwelle (zweiseitiger Welch-Test, P = 0,3037), der Amplitude (zweiseitiger Welch-Test, P = 0,6661), der Halbwertsbreite (zweiseitiger Welch-Test, P = 0,3757) oder der Schnelligkeit nach der Hyperpolarisation (fAHP) Amplitude (zweiseitiger Welch-Test, P = 0,7154). b, Soziales Interaktionsverhältnis der Faserphotometrie-Kohorte nach CSDS bei Frauen (Einfaktorielle ANOVA, F (2, 11) = 5,629, P = 0,0207, n = 4 (CTRL), 5 (RES), 5 (SUS)) und Männer (Einfaktorielle ANOVA, F (2, 14) = 12,93, P = 0,0007, n = 7 (CTRL), 5 (RES), 5 (SUS (5)). c, Ca2+-Aktivität in NTLS-Neuronen während des Verbrauchs von ein Erdnussbutterbecher (links). Die gestrichelte Linie in c markiert den Beginn des Beißens. Vergleich der Ca2+ ΔF/F-Änderung vor und nach dem Beißen (rechts, zweiseitiger gepaarter t-Test, t = 1,577, df = 4, P = 0,1900 , n = 5). d, Ca2+-Spuren in gepaarten (rosa) und ungepaarten (blau) Konditionierungskammern. Der Einschub zeigt die normalisierte Fläche unter der Kurve (AUC) zwischen gepaarten und ungepaarten Konditionierungssitzungen (Geschlechter kombiniert, gepaarter zweiseitiger T-Test , CTRL, t = 0,1977, df = 5, P = 0,8511, RES, t = 1,049, df = 5, P = 0,3423, SUS, t = 5,453, df = 5, P = 0,0028), n = 6 pro Gruppe) . ns, nicht signifikant, * P < 0,05, ** P < 0,01, *** P < 0,001. Alle Daten werden als Mittelwert ± Standardabweichung ausgedrückt

Quelldaten

a, Expression von AAV-DIO-DREADDs in NTLS-Neuronen. b: Die NTLS-Aktivierung bei stressnaiven Mäusen verändert das Sozialverhalten weder bei Weibchen (ungepaarter zweiseitiger T-Test, t14 = 1,044, P = 0,3141, n = 8 pro Gruppe) noch bei Männern (ungepaarter zweiseitiger T-Test, t14 = 1,434, P = 0,3975, n = 8 pro Gruppe). Die NTLS-Aktivierung bei stressnaiven Mäusen verändert die Bewegungsaktivität weder bei Weibchen (ungepaarter zweiseitiger T-Test, t14 = 0,3473, P = 0,7335, n = 8 pro Gruppe) noch bei Männern (ungepaarter zweiseitiger T-Test, t14 =). 1,425, P = 0,1762, n = 8 pro Gruppe). c: Die chemogenetische NTLS-Aktivierung bei stressnaiven Mäusen verändert die soziale Präferenz nicht (Zwei-Wege-ANOVA mit wiederholten Messungen, Vehikel, F = (1, 16) = 7,198, P = 0,0163, n = 9, CNO, F (1, 18). ) = 6,644, P = 0,0190, n = 10). d, Subtrahierter CPP-Score-Vergleich zwischen Fahrzeug- und CNO-Gruppe (ungepaarter zweiseitiger t-Test, t = 0,03518, df = 17, P = 0,9723, n = 10 pro Gruppe). e, Schematische Darstellung des CVS- und CPP-Tests. f, CVS-Effekt auf sCPP bei beiden Geschlechtern (Zwei-Wege-ANOVA mit wiederholten Messungen, weiblich, CTRL, F (1, 22) = 4,824, P = 0,0389, n = 12, CVS, F (1, 22) = 5,172, P = 0,0331, n = 12; männlich, CTRL, F (1, 22) = 5,042, P = 0,0351, n = 12; CVS, F (1, 22) = 3,900, P = 0,0610, n = 12). g, Schematische Darstellung der Virusinjektion und optogenetischen Manipulation von NTLS-Neuronen während des RTPP-Tests. h, die NTLS-Neuronenaktivierung verändert die Ortspräferenz in Echtzeit bei keiner der stressnaiven Frauen (gepaarter zweiseitiger t-Test, ChR2, t11 = 0,06179, P = 0,9518, n = 12, EYFP, t15 = 0,01923, P = 0,9849). , n = 16) oder Männer (gepaarter zweiseitiger t-Test, ChR2, t8 = 0,3855, P = 0,7099, n = 9; EYFP, t8 = 0,6333, P = 0,5442, n = 9). ns, nicht signifikant. * P < 0,05. Alle Daten werden als Mittelwert ± SEM-Maßstab, 100 μm ausgedrückt. BioRender wurde verwendet, um schematische Abbildungen in c,e,g zu generieren.

Quelldaten

a, Schematische Darstellung des chronischen Zwangsstresses und des RI-Tests. b, Vergleich der Latenz zur ersten Untersuchung (ungepaarter zweiseitiger t-Test, t = 3,142, df = 18, P = 0,0056) und der Anzahl der Untersuchungskämpfe (t = 5,259, df = 18, P < 0,0001) mit a neuartiger Rückhalteschlauch oder Rückzug aus dem Schlauch (t = 5,229, df = 18, P < 0,0001), n ​​= 10, zwischen Kontrolltieren (CTRL) und chronisch festgehaltenen Tieren (CRS). c, Schematische Darstellung von CRS mit DREADD-Manipulation während des RI-Tests. d, Latenz (gepaarter zweiseitiger t-Test, t = 2,065, df = 8, P = 0,0728) und Anzahl der Untersuchungskämpfe (t = 2,619, df = 8, P = 0,0307) mit einem neuartigen Rückhalterohr, oder Rückzug aus der Röhre (t = 1,988, df = 8, P = 0,0820), n = 9. e, Schematische Darstellung von chronischem Bewegungsstress mit jugendlicher Einstreu/Geruch (CRSO) und RI-Test. f, Latenz (ungepaarter zweiseitiger t-Test, t = 0,5452, df = 18, P = 0,5923) und Anzahl der Untersuchungskämpfe (t = 0,3971, df = 18, P = 0,6960) mit einem neuartigen Halterohr oder Rückzug aus der Röhre (t = 0,000, df = 18, P > 0,9999), n = 10, g, NTLS-Aktivierung bei stressnaiven männlichen Mäusen führt zu stärkerem angstähnlichem Verhalten im erhöhten Plus-Labyrinth (ungepaartes zweischwänziges t- Test, t14 = 2,824, P = 0,0135, n = 8 pro Gruppe). h, NTLS-Aktivierung oder -Hemmung bei stressnaiven männlichen Mäusen modulieren das Marmorvergrabungsverhalten (zweiseitiger gepaarter t-Test, hM3Dq, t7 = 4,631, P = 0,0024, n = 8; hM4Di, t7 = 4,020, P = 0,0051, n). = 8). i, NTLS-Aktivierung oder -Hemmung bei stressnaiven männlichen Mäusen führt im offenen Feldtest (ungepaarter zweiseitiger t-Test, hM3Dq, t14 = 2,189, P = 0,0461, n = 8 pro) zu einem höheren bzw. niedrigeren Angstniveau Gruppe; hM4Di, t14 = 1,424, P = 0,1762, n = 8 pro Gruppe). j, ohne Bewegungsveränderungen (ungepaarter zweiseitiger t-Test, hM3Dq, t14 = 1,641, P = 0,1230; hM4Di, t14 = 1,566, P = 0,1398). ns, nicht signifikant. * P < 0,05, ** P < 0,01, **** P < 0,0001. Alle Daten werden als Mittelwert ± Standardabweichung ausgedrückt. BioRender wurde verwendet, um schematische Abbildungen in a,c,e,i zu generieren.

Quelldaten

a, Schematische Darstellung der H129ΔTK-TT-Virusinjektion. 48 Stunden nach der Injektion gab es keine tdTomato+-Neuronen in stromabwärts gelegenen Regionen von NTLS-Neuronen. b: Retrograde AAV-DIO-EGFP/tdTomato-Tracing-Überprüfung zeigt monosynaptische NTLS→NAc-, NTLS→AHN- und NTLS→PAG-Verbindungen. c, Kolokalisierungsanalyse für überlappende NTLS-Projektionsneuronen zum NAc/AHN/PAG. d, Verfolgung der Choleratoxin-Untereinheit b (CTB) für NTLS→NAc-, NTLS→AHN- und NTLS→PAG-Projektionen. Repräsentatives Bild von LS (mittleres Feld) mit gelben Pfeilspitzen, die Neuronen anzeigen, die sowohl zu NAc als auch zu AHN projizieren. Weiße Pfeilspitzen zeigen Neuronen an, die sowohl zu PAG als auch zu AHN projizieren. e, Anzahl der Projektionen, die die Kolokalisierung von CTB-Tracern aus drei stromabwärts gelegenen Regionen zeigen (3 Schnitte pro Gehirnregion pro Maus, n = 3 Mäuse). Alle Daten werden als Mittelwert ± SEM-Maßstab, 100 μm ausgedrückt.

a, Schematische Darstellung des NTLS-Targetings mit NpHR und der Manipulation während sozialer Verhaltenstests. b–e, NpHR-Axon-terminale Hemmung im NAc (b, c) und AHN (d, e) rettete die soziale Untersuchungszeit und teilweise die soziale Vermeidung bei beiden Frauen (b, soziale Untersuchung, F (1, 14) = 3,484, P = 0,0831, n = 8 pro Gruppe; soziale Vermeidung, F (1, 14) = 1,180, P = 0,2956, n = 8 pro Gruppe, d, soziale Untersuchung, F (1, 14) = 4,982, P = 0,0425, n = 8 pro Gruppe; soziale Vermeidung, F (1, 14) = 2,266, P = 0,1545, n = 8 pro Gruppe) und Männer (c, soziale Untersuchung, F (1, 14) = 0,2046, P = 0,6580, n = 8 pro Gruppe; soziale Vermeidung, F (1, 14) = 1,214, P = 0,2891, n = 8 pro Gruppe, e, soziale Untersuchung, F (1, 14) = 4,597, P = 0,0501, n = 8 pro Gruppe ; soziale Vermeidung, F (1, 14) = 5,359, P = 0,0363, n = 8 pro Gruppe). fm, Optogenetische Manipulation von NTLS→NAc- und NTLS→AHN-Schaltkreisen während der sozialen CPP-Konditionierung bei beiden Geschlechtern. f, Aktivierung von NTLS→NAc mit ChR2 blockierte soziale Belohnung bei RES-Frauen (EYFP, F (1, 12) = 2,362, P = 0,1502, n = 7, ChR2, F (1, 14) = 0,5543, P = 0,4689, n = 8) g, Hemmung von NTLS→NAc mit NpHR rettete soziale Belohnungsdefizite bei SUS-Frauen (EYFP, F (1, 14) = 0,5105, P = 0,4867, NpHR, F (1, 14) = 4,183, P = 0,0601 , n = 8 pro Gruppe). h, Aktivierung von NTLS→AHN mit ChR2 blockierte soziale Belohnung bei RES-Frauen (EYFP, F (1, 12) = 4,289, P = 0,0606, n = 7, ChR2, F (1, 14) = 0,0001296, P = 0,9911, n = 8). i, Hemmung von NTLS→AHN mit NpHR rettete soziale Belohnungsdefizite bei SUS-Frauen (EYFP, F (1, 14) = 0,1068, P = 0,7487, NpHR, F (1, 14) = 4,575, P = 0,0505, n = 8 pro Gruppe). j, Aktivierung von NTLS→NAc mit ChR2 blockierte soziale Belohnung bei RES-Männern (EYFP, F (1, 12) = 5,703, P = 0,0343, n = 7, ChR2, F (1, 14) = 0,2484, P = 0,6259, n = 8). k, Hemmung von NTLS→NAc mit NpHR rettete soziale Belohnungsdefizite bei SUS-Männern (EYFP, F (1, 14) = 4,053, P = 0,0637, NpHR, F (1, 14) = 4,140, ​​P = 0,0613, n = 8 pro Gruppe). l, Aktivierung von NTLS→AHN mit ChR2 blockierter sozialer Belohnung bei RES-Männern (EYFP, F (1, 12) = 6,329, P = 0,0271, n = 7, ChR2, F (1, 14) = 0,1567, P = 0,6981, n = 8). m, Hemmung von NTLS→AHN mit NpHR rettete soziale Belohnungsdefizite bei SUS-Männern (EYFP, F (1, 12) = 0,6881, P = 0,4230, NpHR, F (1, 14) = 10,02, P = 0,0069, n = 8 pro Gruppe). Für jeden Vergleich in dieser Abbildung wurde eine Zwei-Wege-ANOVA mit wiederholten Messungen durchgeführt: ns, nicht signifikant. * P < 0,05, ** P < 0,01. Alle Daten sind als Mittelwert ± Standardabweichung ausgedrückt. BioRender wurde verwendet, um schematische Abbildungen in a zu erstellen.

Quelldaten

a,b, ChR2-unterstützte Schaltkreiskartierung von NTLS→NAc- und NTLS→AHN-Pfaden, die monosynaptische (mit TTX), inhibitorische (Cs-basierte interne, bei 0 mV geklemmte) und GABAa-abhängige (SR-95531, Gabazine) Verbindungen zeigt 5/8 NAc/NDB-Neuronen und 4/10 AHN-Neuronen. c, Lichtinduzierter Einwärtsstrom in einem ChR2-EYFP+ Cre+-Neuron im Spannungsklemmmodus (geklemmt bei –70 mV) bei 1 s langer Beleuchtung mit 470 nm blauem Licht (links) und 15 Hz pulsinduzierten Spitzen (rechts). d, Schematische Darstellung der Infektion und Manipulation von Nicht-NTLS-Neuronen während sozialer Verhaltenstests. e,f, Multiplex ISH für Nt und CreOff-ChR2-EYFP. c, Überlappung von Nt+ EYFP+-Neuronen unter EYFP+-Neuronen (2–3 Scheiben pro Maus, n = 5 Mäuse). g: Durch Licht hervorgerufener Einwärtsstrom in ChR2-EYFP+-Nicht-Cre-Neuronen im Spannungsklemmmodus (geklemmt bei –70 mV) bei 1 s langer Beleuchtung mit blauem Licht (470 nm). h, Wirkung der ChR2-Stimulation von Nicht-Nt-Neuronen auf soziale Untersuchung und soziale Vermeidung während des RI-Tests (Mixed-Effects-Analyse, Zwei-Wege-ANOVA, links, F (1, 13) = 0,2137, P = 0,6516, rechts, F (1 , 13) = 0,5672, P = 0,4648, n = ChR2 (10), EYFP (5)). ns, nicht signifikant. Alle Daten werden als Mittelwert ± SEM-Maßstab, 50 μm ausgedrückt.

Quelldaten

Regionen mit signifikantem Unterschied zwischen SUS- und CTRL-Männern (iDISCO+-Analyse).

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Nachdrucke und Genehmigungen

Li, L., Durand-de Cuttoli, R., Aubry, AV et al. Ein soziales Trauma greift in die Schaltkreise des lateralen Septums ein, um soziale Belohnung auszuschließen. Natur 613, 696–703 (2023). https://doi.org/10.1038/s41586-022-05484-5

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Eingegangen: 19. Juli 2021

Angenommen: 25. Oktober 2022

Veröffentlicht: 30. November 2022

Ausgabedatum: 26. Januar 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41586-022-05484-5

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